LEGIARTI000037610440 LEGI article/LEGI/ARTI/00/00/37/61/04/LEGIARTI000037610440.xml Article Annexe IV MODIFIE 2018-11-14 2022-05-12 AUTONOME Arrêté du 25 janvier 2010 établissant le programme de surveillance de l'état des eaux en application de l'article R. 212-22 du code de l'environnement Arrêté du 25 janvier 2010 établissant le programme de surveillance de l'état des eaux en application de l'article R. 212-22 du code de l'environnement Annexes PRÉCONISATIONS POUR LES MÉTHODES À UTILISER POUR LE CONTRÔLE DES ÉLÉMENTS DE QUALITÉ, PARAMÈTRES OU GROUPES DE PARAMÈTRES POUR LE PROGRAMME DE SURVEILLANCE DES EAUX DE SURFACE De manière générale, la période à laquelle les contrôles sont effectués doit être déterminée de manière à réduire au maximum l'effet des variations saisonnières et/ ou des événements hydrologiques particuliers sur les résultats. Les analyses des eaux, des sédiments et du biote nécessaires à la mise en œuvre et au suivi du programme de surveillance sont effectuées par des laboratoires agréés pour les éléments de qualité et paramètres analysés conformément aux dispositions prévues par l'article L. 212-2-2 du code de l'environnement. Les modalités d'agrément des laboratoires sont définies par l'arrêté du 27 octobre 2011 portant modalités d'agrément des laboratoires effectuant des analyses dans le domaine de l'eau et des milieux aquatiques au titre du code de l'environnement. Dans le cas où ces méthodes ne sont pas disponibles ou ne sont pas adaptées aux spécificités des milieux, notamment en outre-mer, le préfet coordonnateur de bassin fixe les méthodes à utiliser dans le bassin et les notifie à l'Agence française pour la biodiversité. Dans certains cas, le respect des objectifs de bon état et de non-dégradation des masses d'eau peut nécessiter la mise en œuvre de limites de quantification (LQ) qui soient inférieures à celles mentionnées dans l'avis relatif aux limites de quantification des couples paramètre-matrice de l'agrément des laboratoires effectuant des analyses dans le domaine de l'eau et des milieux aquatiques. La fixation de LQ plus contraignantes pour la mise en œuvre de la surveillance est alors laissée à l'appréciation des bassins. 1. Description des outils, méthodes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons pour les cours d'eau 1.1. Eléments biologiques Les méthodes de mesure, de prélèvement et d'analyse à utiliser pour les contrôles des éléments biologiques sont celles indiquées ci-dessous. Les documents de référence technique indiqués peuvent être, selon les cas, des protocoles techniques, des normes expérimentales ou homologuées, des guides techniques. Certains de ces référentiels étant encore évolutifs, il conviendra d'utiliser les versions et documents d'application les plus à jour. Par exemple, les normes qui auront été publiées en remplacement de protocoles techniques, ainsi que les guides d'application publiés en appui à l'application des normes. Pour assurer le suivi des opérations de surveillance comme pour permettre la mise en œuvre des prescriptions de démarche qualité, le lieu de chaque mesure hydrobiologique sera tracé avec précision. Les coordonnées géographiques précises des limites du point de prélèvement (au sens du dictionnaire Sandre), exprimées dans le système Lambert 93, seront relevées lors de chaque mesure. Le point exact à considérer est celui précisé dans chaque protocole d'échantillonnage ou de relevé hydrobiologique. 1.1.1. Phytoplancton 1.1.1.1. Méthode ou principes applicables en métropole Méthode ou principes d'échantillonnage : -XP T90-719-Qualité de l'eau-échantillonnage du phytoplancton dans les eaux intérieures. Méthodes ou principes de traitement et d'analyse des échantillons : -Norme européenne : NF EN 15204. Qualité de l'eau-Norme guide pour le dénombrement du phytoplancton par microscopie inversée (méthode Utermöhl) ; -l'application de cette norme doit suivre les prescriptions du détail opératoire précisées dans le chapitre 5-analyse du phytoplancton du protocole standardisé d'échantillonnage, de conservation, d'observation et de dénombrement du phytoplancton en plan d'eau pour la mise en œuvre de la DCE en plan d'eau (version 3.3.1) (cf. paragraphe 2.1.1.). 1.1.1.2. Méthode ou principes applicables en Guyane Méthode ou principes d'échantillonnage : -XP T90-719-Qualité de l'eau-échantillonnage du phytoplancton dans les eaux intérieures. Méthodes ou principes de traitement et d'analyse des échantillons : -Norme européenne : NF EN 15204. Qualité de l'eau-Norme guide pour le dénombrement du phytoplancton par microscopie inversée (méthode Utermöhl) ; -l'application de cette norme doit suivre les prescriptions du détail opératoire précisées dans le chapitre 5-analyse du phytoplancton du protocole standardisé d'échantillonnage, de conservation, d'observation et de dénombrement du phytoplancton en plan d'eau pour la mise en œuvre de la DCE en plan d'eau (version 3.3.1) (cf. paragraphe 2.1.1.). 1.1.2. Phytobenthos : diatomées 1.1.2.1. Méthodes ou principes applicables en métropole Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons : -Norme française : NF T90-354. Qualité de l'eau-Echantillonnage, traitement et analyse de diatomées benthiques en cours d'eau et canaux. 1.1.2.2. Méthodes ou principes applicables en Guadeloupe et en Martinique Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons : -Guide méthodologique pour la mise en œuvre d'indices biologiques en outre-mer-l'indice diatomiqués ntillaisAn (IDA) 1.1.2.3. Méthodes ou principes applicables à La Réunion Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons : -Guide méthodologique pour la mise en œuvre d'indices biologiques en outre-mer-d'indice diatomiqueées nion (IDR). ;. 1.1.2.4. Méthodes ou principes applicables à Mayotte Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons : -Guide méthodologique de mise en œuvre de l'indice diatomées Mayotte dès parution ; -Norme française : NF T90-354. Qualité de l'eau-Échantillonnage, traitement et analyse de diatomées benthiques en cours d'eau et canaux ; -Compte-tenu des spécificités de l'environnement tropical insulaire et du peuplement diatomique de Mayotte, des adaptations du protocole d'échantillonnage sont nécessaires (nature du support, surface à échantillonner …). 1.1.2.5. Méthodes ou principes applicables en Guyane Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons : -Guide méthodologique de mise en œuvre de l'indice diatomées Guyane dès parution ; -Norme française : NF T90-354. Qualité de l'eau-Echantillonnage, traitement et analyse de diatomées benthiques en cours d'eau et canaux ; -Compte-tenu des spécificités de l'environnement tropical insulaire et du peuplement diatomique de Guyane, des adaptations du protocole d'échantillonnage sont nécessaires (nature du support, surface à échantillonner …). 1.1.3. Macrophytes : angiospermes, bryophytes ptéridophytes et macro-algues La définition du protocole est uniquement applicable en métropole. Cet élément de qualité biologique est jugé non pertinent pour les DOM. Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons : -Norme française : NF T90-395. Qualité de l'eau-Détermination de l'indice biologique macrophytique en rivière (IBMR) ; -Guide d'application de la norme NF T90-395 (dès son homologation). 1.1.4. Faune benthique invertébrée 1.1.4.1 Méthodes ou principes applicables en métropole Cas des cours d'eau peu profonds Méthode ou principes d'échantillonnage : -Norme française : NF T90-333 : Qualité de l'eau-Prélèvement des macro-invertébrés aquatiques en rivières peu profondes. -Guide d'application : FD T90-733 Qualité de l'eau-Guide d'application de la norme NF T90-333. Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons : -Norme française : XP T90-388 (puis NF T90-388 dès son entrée en vigueur) : Qualité de l'eau-Traitement au laboratoire d'échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d'eau. -Guide d'application : GA T90-788 : Qualité de l'eau-Guide d'application de la norme expérimentale XP T90-388 (traitement au laboratoire d'échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d'eau). Cas des cours d'eau profonds Méthode ou principes d'échantillonnage : -Protocole expérimental d'échantillonnage invertébrés en grands cours d'eau, décembre 2009, université de Metz, Cemagref (ou version ultérieure ou norme ultérieure remplaçant ce protocole expérimental). Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons : -Norme française : XP T90-388 (puis NF T90-388 dès son entrée en vigueur) : Qualité de l'eau-Traitement au laboratoire d'échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d'eau. -Guide d'application : GA T90-788 : Qualité de l'eau-Guide d'application de la norme expérimentale XP T90-388 (traitement au laboratoire d'échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d'eau). Cas des canaux Méthode ou principes d'échantillonnage : -Protocole expérimental d'échantillonnage invertébrés en grands cours d'eau, décembre 2009, université de Metz, Cemagref (ou version ultérieure ou norme ultérieure remplaçant ce protocole expérimental). Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons : -Norme française : XP T90-388 (puis NF T90-388 dès son homologation) : Qualité de l'eau-Traitement au laboratoire d'échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d'eau. -Guide d'application : GA T90-788 : Qualité de l'eau-Guide d'application de la norme expérimentale XP T90-388 (traitement au laboratoire d'échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d'eau). 1.1.4.2. Méthodes ou principes applicables en Guadeloupe et en Martinique Méthode ou principe d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons : -Guide méthodologique pour la mise en œuvre d'indices biologiques en outre-mer-l'indice biologique macro-invertébrés Antilles-(IBMA). 1.1.4.3. Méthodes ou principes applicables à La Réunion Méthode ou principe d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons : -Guide méthodologique de mise en œuvre d'indices biologiques en outre-mer-l'indice Réunions macro-invertébrés-IRM. 1.1.4.4. Méthodes ou principes applicables à Mayotte Méthode ou principes d'échantillonnage : -guide méthodologique pour la mise en œuvre de l'indice macro-invertébrés Mayotte dès parution ; -Norme française : NF T90-333 : Qualité écologique des milieux aquatiques. Qualité de l'eau. Prélèvement des macro-invertébrés aquatiques en rivières peu profondes, 2009 ; -Protocole à adapter en fonction des spécificités de l'environnement étudiée l'édition œuvre de l Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons : -Norme XP T 90-388 (puis NF T90-388 dès son entrée en vigueur) : Qualité écologique des milieux aquatiques. Qualité de l'eau. Traitement au laboratoire d'échantillons contenant des macro-invertébrés de cours d'eau. 2010 ; -Protocole à adapter en fonction des spécificités des échantillons mahorais (dès parution du guide de mise en œuvre de l'indice macro-invertébrés Mayotte). 1.1.4.5. Méthodes ou principes applicables en Guyane Méthode ou principe d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons : -Guide méthodologique pour la mise en œuvre d'indices biologiques en outre-mer-Score moyen des éphéméroptères de Guyane (SMEG). 1.1.5. Ichtyofaune (et macro-crustacés pour les DOM insulaires) 1.1.5.1 Méthodes ou principes applicables en métropole Méthode ou principes d'échantillonnage : -Partie échantillonnage de la norme XP T90-383 (puis NF T90-383 dès son homologation) : échantillonnage des poissons à l'électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d'eau ; en particulier les chapitres 4,6 et 7 de la norme. Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons : -Niveau de détermination : espèce (réf. : Keith P., Persat H., Feunteun E., Allardi J. (coords), 2011. Les poissons d'eau douce de France. Biotope, Mèze ; Museum National d'Histoire Naturelle, Paris (collection Inventaires et biodiversité), 552 p.) ; -Biométrie-Partie analyse de la norme XP T90-383 (puis NF T90-383 dès son homologation) : échantillonnage des poissons à l'électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d'eau ; en particulier le chapitre 8.1 de la norme. 1.1.5.2. Méthodes ou principes applicables en Guadeloupe et Martinique Dans l'attente de la définition d'un nouvel indice de bioindication de la qualité de l'eau propre aux cours d'eau antillais à partir des poissons et des macro-crustacés, les protocoles d'échantillonnage et d'analyse compatibles DCE de métropole seront à adapter au mieux aux cas antillais. Méthode ou principes d'échantillonnage recommandés : -Partie échantillonnage de la norme XP T90-383 (puis NF T90-383 dès son homologation) : échantillonnage des poissons à l'électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d'eau ; en particulier les chapitres 4,6 et 7 de la norme. Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons : -Biométrie-Partie analyse de la norme XP T90-383 (puis NF T90-383 dès son homologation) : échantillonnage des poissons à l'électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d'eau ; en particulier le chapitre 8.1 de la norme. 1.1.5.3. Méthodes ou principes applicables à La Réunion Méthode ou principes d'échantillonnage : -Guide méthodologique pour la mise en œuvre d'indices biologiques en outre-mer-l'indice Réunion poissons-IRP. Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons : -Keith, P., G. Marquet, P. Valade, P. Bosc, and E. Vigneux. 2006. Atlas des poissons et des crustacés d'eau douce des Comores, Mascareignes et Seychelles, Muséum national d'Histoire Naturelle, Paris, Collection Patrimoines Naturels, 65 p. 1.1.5.4. Méthodes ou principes applicables à Mayotte Dans l'attente de la définition d'un indice de bioindication de la qualité de l'eau propre aux cours d'eau mahorais à partir des poissons, les protocoles d'échantillonnage et d'analyse compatibles DCE de métropole seront à adapter au mieux au cas mahorais. Méthode ou principes d'échantillonnage : -Partie échantillonnage de la norme XP T90-383 (puis NF T90-383 dès son homologation) : échantillonnage des poissons à l'électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d'eau ; en particulier les chapitres 4,6 et 7 de la norme. Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons : -Biométrie-Partie analyse de la norme XP T90-383 (puis NF T90-383 dès son homologation) : échantillonnage des poissons à l'électricité dans le cadre des réseaux de suivi des peuplements de poissons en lien avec la qualité des cours d'eau ; en particulier le chapitre 8.1 de la norme. -Niveau de détermination : espèce (réf. : Keith P., Marquet G., Valade P., Bosc P., Vigneux E. 2006. Atlas des poissons et des crustacés d'eau douce des Comores, Mascareignes et Seychelles. Muséum national d'histoire naturelle, Paris. Patrimoines naturels, 250 p.). 1.1.5.6. Méthodes ou principes applicables en Guyane (poissons uniquement) -Guide méthodologique pour la mise en œuvre d'indices biologiques en outre-mer-l'indice poissons Guyane global-IPG-global. -Niveau de détermination : espèce (réf. : Planquette, P., Keith, P., Le Bail, P. Y.-1996-Atlas des poissons d'eau douce de Guyane. Tome 1. Collection du patrimoine naturelle, Paris, 429p./ Keith, P., Le Bail, P. Y., Planquette, P.-2000-Atlas des poissons d'eau douce de Guyane. Tome 2. Fascicule 1. Collection du patrimoine naturelle, Paris, 286p./ Le Bail, P. Y., Keith, P., Planquette, P.-2000-Atlas des poissons d'eau douce de Guyane. Tome 2. Fascicule 2. Collection du patrimoine naturelle, Paris, 307p.) 1.2. Eléments physico-chimiques Ces paramètres sont applicables aux DOM (sauf ceux de la matrice sédiment pour la Réunion). Tableau 31 : paramètres physico-chimiques pour les cours d'eau Paramètre Physico-chimique Cible CSP Libellé Sandre du paramètre CSS Libellé Sandre du support CSF Libellé Sandre de la fraction CSU Symbole Sandre Unité Groupe 1 (mesuré in situ) Température 1301 Température de l'Eau 3 Eau 23 Eau brute 27 ° C Oxygène dissous 1311 Oxygène dissous 3 Eau 23 Eau brute 175 mg (O2)/ L Saturation en O2 dissous 1312 Taux de saturation en oxygène 3 Eau 23 Eau brute 243 % pH 1302 Potentiel en Hydrogène (pH) 3 Eau 23 Eau brute 264 unité pH Conductivité 1303 Conductivité à 25° C 3 Eau 23 Eau brute 147 µS/ cm Groupe 2 (mesuré en laboratoire) DBO5 1313 Demande Biochimique en oxygène en 5 jours (D. B. O. 5) 3 Eau 23 Eau brute 175 mg (O2)/ L NKJ 1319 Azote Kjeldahl 3 Eau 23 Eau brute 168 mg (N)/ L P total 1350 Phosphore total 3 Eau 23 Eau brute 177 mg (P)/ L MEST 1305 Matières en suspension 3 Eau 23 Eau brute 162 mg/ L Turbidité (*) 1295 Turbidité Formazine Néphélométrique 3 Eau 23 Eau brute 232 NFU Chlorophylle a (***) 1439 Chlorophylle a 3 Eau 23 Eau brute 133 µg/ L phéopigments (***) 1436 Phéopigments 3 Eau 23 Eau brute 133 µg/ L DCO (*) 1314 Demande Chimique en Oxygène (D. C. O.) 3 Eau 23 Eau brute 175 mg (O2)/ L Groupe 2 bis (mesuré en laboratoire) NH4 + 1335 Ammonium 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 169 mg (NH4)/ L NO3- 1340 Nitrates 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 173 mg (NO3)/ L NO2- 1339 Nitrites 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 171 mg (NO2)/ L PO4 (3-) 1433 Orthophosphates (PO4) 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 176 mg (PO4)/ L COD 1841 Carbone Organique 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 163 mg (C)/ L Silice dissoute 1342 Silicates 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 273 mg (SiO2)/ L Groupe 3 (mesuré en laboratoire) Chlorures 1337 Chlorures 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 164 mg (Cl)/ L Sulfates 1338 Sulfates 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 179 mg (SO4)/ L Bicarbonates 1327 Hydrogénocarbonates 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 274 mg (HCO3)/ L Calcium 1374 Calcium 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 292 mg (Ca)/ L Magnésium 1372 Magnésium 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 320 mg (Mg)/ L Sodium 1375 Sodium 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 326 mg (Na)/ L Potassium 1367 Potassium 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 316 mg (K)/ L Dureté TH (**) 1345 Dureté totale 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 28 ° f TAC 1347 Titre alcalimétrique complet (T. A. C.) 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 28 ° f Groupe 4 (mesuré en laboratoire) Granulométrie (***) 6228 Particule inférieures à 20 µm de sédiments 6 Sédiments 32 Particule < 2 mm de sédiments 246 % poids sec Granulométrie (***) 3054 Particule entre [20,63 [µm de sédiments 6 Sédiments 32 Particule < 2 mm de sédiments 246 % poids sec Granulométrie (***) 7042 Particule entre [63,150 [µm de sédiments 6 Sédiments 32 Particule < 2 mm de sédiments 246 % poids sec Granulométrie (***) 7043 Particule entre [150,200 [µm de sédiments 6 Sédiments 32 Particule < 2 mm de sédiments 246 % poids sec Granulométrie (***) 7044 Particule supérieures ou égales à 200 µm de sédiments 6 Sédiments 32 Particule < 2 mm de sédiments 246 % poids sec Perte au feu (***) 6578 Perte au feu à 550° C 6 Sédiments 32 Particule < 2 mm de sédiments 246 % poids sec Carbone organique total (***) 1841 Carbone Organique 6 Sédiments 32 Particule < 2 mm de sédiments 160 mg/ (kg MS) Groupe 5 (mesuré en laboratoire) Aluminium (***) 1370 Aluminium 6 Sédiments 32 Particule < 2 mm de sédiments 160 mg/ (kg MS) Fer (***) 1393 Fer 6 Sédiments 32 Particule < 2 mm de sédiments 160 mg/ (kg MS) Manganèse (***) 1394 Manganèse 6 Sédiments 32 Particule < 2 mm de sédiments 160 mg/ (kg MS) Abréviations : CSP = Code Sandre Paramètre ; CSS = code Sandre support ; CSF = code Sandre fraction ; CSU = code Sandre unité (*) : paramètres optionnels (**) : paramètres calculés (***) : paramètres non pertinent à La Réunion (insuffisance de la fraction fine du sédiment, forte variabilité temporelle de la granulométrie y compris en période d'étiage) Définition du groupe 6 : substances de l'état chimique, polluants spécifiques de l'état écologique et substances pertinentes à surveiller. Ces paramètres et groupes de paramètres sont mesurés en laboratoire. Pour les paramètres et groupes de paramètres pour lesquels la matrice pertinente est l'eau, la mesure est réalisée sur eau brute (non filtrée), à l'exception des métaux et métalloïdes et des perchlorates mesurés sur la fraction dissoute, obtenue par filtration de l'eau brute à travers un filtre de porosité 0,45 micromètres ou par tout autre traitement préliminaire équivalent. Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons : Pour tous les paramètres, conformément au guide pour la demande de prestation d'échantillonnage et d'analyse physico-chimique dans le cadre de la surveillance DCE publié par le ministère de la Transition écologique et solidaire, dans sa version la plus récente. Dans l'attente de la publication de ce guide, la réalisation des mesures (échantillonnage, traitement des échantillons, transport et analyse) s'appuiera, dans la mesure du possible, sur le guide des recommandations techniques d'Aquaref dans sa version la plus récente. 1.3. Eléments hydromorphologiques Pour chaque élément de qualité sont prescrits ci-dessous les paramètres à suivre, les outils et méthodes de description ainsi que leur utilisation. Trois éléments de qualité sont pris en compte pour l'hydromorphologie : -le régime hydrologique (quantité et dynamique du débit, connexion résultante aux eaux souterraines). Il s'agit également d'une composante majeure des conditions environnementales nécessaire à l'interprétation de la biologie ; -la continuité de la rivière. Il s'agit des dimensions longitudinale et latérale de l'hydrosystème. Elle traduit la migration des organismes aquatiques et la continuité sédimentaire (transferts des flux solides). Pour la surveillance, cet élément de qualité ne peut être considéré qu'en replaçant la station du réseau de contrôle de surveillance (RCS) dans son contexte d'axe ou de linéaire fluvial ; -les conditions morphologiques (types de chenaux, variations de largeur et de profondeur, faciès et vitesses d'écoulement, état du substrat, état et structure des rives, zone riparienne). Pour les éléments hydromorphologiques, les fréquences du contrôle de surveillance sont définies à l'annexe VI du présent arrêté. 1.3.1. Régime hydrologique La surveillance peut être initiée en s'appuyant sur le référentiel de mesure des débits suivants : -Réseau de mesures national HYDRO ; ministère de l'environnement, de l'énergie et de la mer, 2017. Charte qualité de l'hydrométrie-Guide des bonnes pratiques. France, 83 p. (http :// www. eaufrance. fr/ site-156/ documents/ ? id _ article = 615). D'autres outils peuvent permettre de comprendre les régimes hydrologiques non influencés de certains sites où il n'existe pas de mesures : -Reconstitution des chroniques hydrologiques journalières-Méthode de simulation de débits en site non jaugé développée par l'Irstea (http :// carmen. carmencarto. fr/66/ AFB _ Reconstitution-chroniques-hydrologiques. map) et fichier d'avertissement sur les limites des reconstitutions à lire avant utilisation. 1.3.2. Continuité de la rivière La surveillance peut être initiée en s'appuyant sur l'exploitation du référentiel des obstacles à l'écoulement (ROE) et la méthode de recueil d'informations sur la continuité écologique (ICE), qui porte sur la continuité piscicole à la montaison au niveau de chaque obstacle. Le ROE permet de recenser les ouvrages faisant obstacles aux écoulements et de calculer des indicateurs de pressions liées à ces structures. L'ICE permet d'évaluer les problématiques de montaison piscicole par groupe d'espèces au niveau de chaque obstacle suivant des classes de franchissabilité comprises entre 0 et 1. S'agissant de la dévalaison piscicole, au regard de la complexité des mécanismes biologiques et de la nécessité de disposer d'une bonne connaissance de l'hydrologie du cours d'eau, aucune méthode d'évaluation par un indicateur n'existe. ICE se propose toutefois de recueillir les éléments caractéristiques de l'ouvrage, indispensables à la consolidation de l'expertise pour l'appréhension de ces impacts. Guides de référence : Pour le référentiel des obstacles à l'écoulement (ROE) -Sandre, 2015. Description des ouvrages faisant obstacle à l'écoulement, Dictionnaire de données, 128 p. -Sandre, 2015. Obstacles à l'écoulement, Présentation des données, 80 p. -Sandre, 2016. Diffusion du référentiel des obstacles à l'écoulement des obstacles à l'écoulement aux formats simplifiés, 32 p. Pour la méthode de recueil d'informations sur la continuité écologique (ICE) -ONEMA, 2014. Evaluer le franchissement des obstacles par les poissons. Principes et méthodes. Onema, 200 p. -ONEMA, 2015. ICE, Informations sur la continuité écologique, Protocole de terrain pour l'acquisition des données, 88 p. 1.3.3. Conditions morphologiques La méthode de caractérisation de l'hydromorphologie des cours d'eau (CARHYCE) est mise en œuvre. Elle permet, par des mesures standardisées sur les cours d'eau, de reconstituer leurs morphologies, de calculer les paramètres de géométrie au jour d'acquisition et à plein bord mais aussi les paramètres relatifs à leur dynamique et à la diversité des formes du lit, ainsi que de caractériser les sédiments. Le traitement des informations collectées permet une estimation du niveau d'altération des paramètres de fonctionnement du cours d'eau au travers d'un indicateur morphologique global (IMG) auquel s'associent des indicateurs plus contextuels sur la structure de la ripisylve et de la granulométrie des sédiments. A ce stade de développement du CARHYCE, le protocole ne s'applique que pour les cours d'eau prospectables à pied. Guide de référence : -AFB, 2017. CARHYCE : caractérisation de l'hydromorphologie des cours d'eau : protocole de recueil de données hydromorphologiques à l'échelle de la station sur des cours d'eau prospectables à pied. 56 p. 2. Description des outils, méthodes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons pour les plans d'eau 2.1. Eléments biologiques Les méthodes de mesure, de prélèvement et d'analyse à utiliser pour les contrôles des éléments biologiques sont celles indiquées ci-dessous. Les fréquences de contrôle sont indiquées à l'annexe VI du présent arrêté. 2.1.1. Phytoplancton Méthode ou principes d'échantillonnage : -XP T90-719-Qualité de l'eau-échantillonnage du phytoplancton dans les eaux intérieures. Méthode ou principe de traitement et d'analyse des échantillons : -Norme NF EN 15-204-Norme guide pour le dénombrement du phytoplancton par microscopie inversée (méthode Utermöhl) ; -Protocole standardisé d'échantillonnage, de conservation, d'observation et de dénombrement du phytoplancton en plan d'eau pour la mise en œuvre de la DCE en plan d'eau (version 3.3.1). 2.1.2. Macrophytes (angiospermes, macro-algues, bryophytes) Méthode ou principes d'échantillonnage : -Norme française : XP T 90-328 (puis NF T90-328 dès son homologation). Echantillonnage des communautés de macrophytes en plans d'eau ; -Guide d'application : FD T90-728-Guide d'application de la norme expérimentale XP T90-328 échantillonnage des macrophytes en plans d'eau . Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons : -Norme française : XP T 90-328 (puis NF T90-328 dès son homologation). Echantillonnage des communautés de macrophytes en plans d'eau ; -Guide d'application : FD T90-728-Guide d'application de la norme expérimentale XP T90-328 échantillonnage des macrophytes en plans d'eau . 2.1.3. Faune benthique invertébrée Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons : -Protocole test pour les invertébrés en plans d'eau : Annexe technique : protocole test du rapport relatif au développement d'un indice macro-invertébrés lacustres DCE français (Nicolas Dedieu et Valérie Verneaux-novembre 2017-université de Franche-Comté (ou version ultérieure de ce protocole ou norme ultérieure). 2.1.4. Ichtyofaune Méthode ou principes d'échantillonnage : -Norme européenne : NF EN 14757 (juillet 2015)-T90-366. Qualité de l'eau-échantillonnage des poissons à l'aide de filets maillants. Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons : -Norme européenne : NF EN 14757 (juillet 2015)-T90-366. Qualité de l'eau-échantillonnage des poissons à l'aide de filets maillants. 2.1.5-Diatomées Méthode ou principes d'échantillonnage : -Irstea, 2013. Echantillonnage des communautés de phytobenthos en plan d'eau, 8 p. (ou version ultérieure ou norme ultérieure remplaçant ce prototype de protocole). Méthode ou principes de traitement et d'analyse des échantillons : -Norme française : NF T90-354. Qualité de l'eau-Echantillonnage, traitement et analyse de diatomées benthiques en cours d'eau et canaux. 2.1.6-Cas des départements d'outre-mer En outre-mer, à ce stade des connaissances, seule la méthodologie d'échantillonnage du phytoplancton est transposable. La fréquence de suivi préconisée dans la méthodologie reste à consolider La pertinence des autres éléments de qualité biologique et de leurs protocoles d'échantillonnage devra être précisée. L'AFB proposera (en lien avec le pôle AFB-IRSTEA d'hydro-écologie des plans d'eau) une méthodologie d'acquisition de données afin de pouvoir qualifier le bon état ou le bon potentiel à dire d'expert. 2.2. Eléments physico-chimiques Ces paramètres sont applicables aux DOM. Tableau 32 : paramètres physico-chimiques pour les plans d'eau Paramètre Physico-chimique Cible CSP Libellé Sandre du paramètre CSS Libellé Sandre du support CSF Libellé Sandre de la fraction CSU Symbole Sandre Unité (****) Groupe 1 (mesuré in situ) Transparence 1332 Limpidité-Disque de Secchi 3 Eau 23 Eau brute 13 cm Température 1301 Température de l'Eau 3 Eau 23 Eau brute 27 ° C Oxygène dissous 1311 Oxygène dissous 3 Eau 23 Eau brute 175 mg (O2)/ L Saturation en O2 dissous 1312 Taux de saturation en oxygène 3 Eau 23 Eau brute 243 % pH 1302 Potentiel en Hydrogène (pH) 3 Eau 23 Eau brute 264 unité pH Conductivité 1303 Conductivité à 25° C 3 Eau 23 Eau brute 147 µS/ cm Cote à l'échelle 1429 Cote à l'échelle lue au moment du prélèvement, ou de l'opération hydrométrique 3 Eau 23 Eau brute 111 m Groupe 2 (mesuré en laboratoire) NKJ 1319 Azote Kjeldahl 3 Eau 23 Eau brute 168 mg (N)/ L P total 1350 Phosphore total 3 Eau 23 Eau brute 582 µg (P)/ L MEST 1305 Matières en suspension 3 Eau 23 Eau brute 162 mg/ L Turbidité 1295 Turbidité Formazine Néphélométrique 3 Eau 23 Eau brute 232 NFU Matière minérale en suspension 6048 Matière minérale en suspension 3 Eau 23 Eau brute 162 mg/ L Chlorophylle a 1439 Chlorophylle a 3 Eau 23 Eau brute 133 µg/ L phéopigments 1436 Phéopigments 3 Eau 23 Eau brute 133 µg/ L Groupe 2 bis (mesuré en laboratoire) NH4 + 1335 Ammonium 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 378 µg (NH4)/ L NO3- 1340 Nitrates 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 173 mg (NO3)/ L NO2- 1339 Nitrites 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 583 µg (NO2)/ L PO4 (3-) 1433 Orthophosphates (PO4) 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 379 µg (PO4)/ L COD 1841 Carbone Organique 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 163 mg (C)/ L Silice dissoute 1342 Silicates 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 273 mg (SiO2)/ L Groupe 3 (mesuré en laboratoire) Chlorures 1337 Chlorures 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 164 mg (Cl)/ L Sulfates 1338 Sulfates 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 179 mg (SO4)/ L Bicarbonates 1327 Hydrogénocarbonates 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 274 mg (HCO3)/ L Calcium 1374 Calcium 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 292 mg (Ca)/ L Magnésium 1372 Magnésium 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 320 mg (Mg)/ L Sodium 1375 Sodium 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 326 mg (Na)/ L Potassium 1367 Potassium 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 316 mg (K)/ L Dureté TH (**) 1345 Dureté totale 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 28 ° f TA (***) 1346 Titre alcalimétrique (T. A.) 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 28 ° f TAC (***) 1347 Titre alcalimétrique complet (T. A. C.) 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 28 ° f Aluminium 1370 Aluminium 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 278 µg (Al)/ L Fer 1393 Fer 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 307 µg (Fe)/ L Manganèse 1394 Manganèse 3 Eau 3 Phase aqueuse de l'eau (filtrée, centrifugée...) 321 µg (Mn)/ L Groupe 4 (mesuré en laboratoire) Carbone organique total 1841 Carbone Organique 6 Sédiments 32 Particule < 2 mm de sédiments 160 mg/ (kg MS) NKJ 1319 Azote Kjeldahl 6 Sédiments 32 Particule < 2 mm de sédiments 160 mg/ (kg MS) Phosphore total 1350 Phosphore total 6 Sédiments 32 Particule < 2 mm de sédiments 160 mg/ (kg MS) Perte au feu 6578 Perte au feu à 550° C 6 Sédiments 32 Particule < 2 mm de sédiments 245 % poids sec Granulométrie 6228 Particule inférieures à 20 µm de sédiments 6 Sédiments 32 Particule < 2 mm de sédiments 246 % poids sec Granulométrie 3054 Particule entre [20,63 [µm de sédiments 6 Sédiments 32 Particule < 2 mm de sédiments 246 % poids sec Granulométrie 7042 Particule entre [63,150 [µm de sédiments 6 Sédiments 32 Particule < 2 mm de sédiments 246 % poids sec Granulométrie 7043 Particule entre [150,200 [µm de sédiments 6 Sédiments 32 Particule < 2 mm de sédiments 246 % poids sec Granulométrie 7044 Particule supérieures ou égales à 200 µm de sédiments 6 Sédiments 32 Particule < 2 mm de sédiments 246 % poids sec Groupe 4 bis (mesuré en laboratoire) PO4 (3-) 1433 Orthophosphates (PO4) 6 Sédiments 5 Eau interstitielle sédiments 379 µg (PO4)/ L Phosphore total 1350 Phosphore total 6 Sédiments 5 Eau interstitielle sédiments 582 µg (P)/ L NH4 + 1335 Ammonium 6 Sédiments 5 Eau interstitielle sédiments 378 µg (NH4)/ L Groupe 5 (mesuré en laboratoire) Aluminium 1370 Aluminium 6 Sédiments 32 Particule < 2 mm de sédiments 160 mg/ (kg MS) Fer 1393 Fer 6 Sédiments 32 Particule < 2 mm de sédiments 160 mg/ (kg MS) Manganèse 1394 Manganèse 6 Sédiments 32 Particule < 2 mm de sédiments 160 mg/ (kg MS) Abréviations : CSP = Code Sandre Paramètre ; CSS = code Sandre support ; CSF = code Sandre fraction ; CSU = code Sandre unité (*) : paramètres optionnels (**) : paramètres calculés (***) : TAC (à privilégier) ou TA (****) : Le code Sandre unité indique l'unité dans laquelle doit être exprimée la mesure. Cette unité ne remet pas en cause la limite de quantification du paramètre fixée par avis en application de l'arrêté du 27 octobre 2011 portant modalités d'agrément des laboratoires effectuant des analyses dans le domaine de l'eau et des milieux aquatiques. Définition du groupe 6 : Substances de l'état chimique, polluants spécifiques de l'état écologique et substances pertinentes. Ces paramètres et groupes de paramètres sont mesurés en laboratoire. Pour les paramètres et groupes de paramètres pour lesquels la matrice pertinente est l'eau, la mesure est réalisée sur eau brute (non filtrée), à l'exception des métaux et métalloïdes et des perchlorates mesurés sur la fraction dissoute, obtenue par filtration de l'eau brute à travers un filtre de porosité 0,45 micromètres ou par tout autre traitement préliminaire équivalent. Méthode ou principes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons : Pour tous les paramètres, conformément au guide pour la demande de prestation d'échantillonnage et d'analyse physico-chimique dans le cadre de la surveillance DCE publié par le ministère de la Transition écologique et solidaire, dans sa version la plus récente. Dans l'attente de la publication de ce guide, la réalisation des mesures (échantillonnage, traitement des échantillons, transport et analyse) s'appuiera, dans la mesure du possible, sur le guide des recommandations techniques d'Aquaref dans sa version la plus récente. 2.3. Eléments hydromorphologiques Pour chaque élément de qualité sont précisés ci-dessous les paramètres à suivre, les outils et méthodes de description. Deux éléments de qualité sont pris en compte : -le régime hydrologique (amplitude et dynamique du marnage, quantité et dynamique des débits entrant et sortant, temps de séjour, connexion avec les eaux souterraines) ; -les conditions morphologiques (état et structure des rives, variation de la profondeur du lac, état et structure du substrat). Pour les éléments hydromorphologiques, les fréquences du contrôle de surveillance sont définies à l'annexe VI du présent arrêté. 2.3.1-Régime hydrologique A ce jour, il n'existe pas de méthodes standardisées pour la surveillance des paramètres hydrologiques des plans d'eau. Ces données sont globalement déficitaires, ce qui engendre une surveillance et une évaluation incomplète des paramètres hydromorphologiques. Pour les écosystèmes dotés d'une gestion hydraulique contrôlée, il est a minima nécessaire de rechercher les chroniques disponibles (sur le plan de gestion considéré) auprès des gestionnaires locaux, en particulier pour : -le suivi des variations de niveaux d'eau (amplitude et dynamique du marnage) ; -le suivi des débits entrants et sortants (si dispositif de suivi existant). Les données disponibles doivent être transmises sous format numérique au pôle R & D AFB-Irstea pour être bancarisées dans la base nationale plans d'eau. 2.3.2-Conditions morphologiques Les protocoles développés et standardisés, à utiliser pour recueillir les données du contrôle de surveillance concernant les conditions morphologiques des plans d'eau sont listés ci-dessous. Ces méthodes sont applicables aux DOM. TiFB (DIR)-ALBER = Protocole de terrain consacré à la caractérisation des altérations des berges des plans d'eau. Norme française : XP T90-714 dès son entrée en vigueur) : Qualité de l'eau-Qualité des milieux-Caractérisation des altérations des berges de plans d'eau. Guides de référence : Pôle AFB-IRSTEA, 2017. Protocole de caractérisation des altérations des berges. -CHARLI = Protocole de terrain consacré à la Caractérisation des habitats des rives et du littoral des plans d'eau. Norme française : XP T90-718, août 2016 Qualité de l'eau-Qualité des milieux-Caractérisation des habitats des rives et du littoral des plans d'eau. Guides de référence : Pôle AFB-Irstea, 2017. Protocole de caractérisation des habitats des rives et du littorale des plans d'eau. -BATHYMETRIE = Protocole de terrain d'analyse bathymétrique de la forme et des variations de profondeur du plan d'eau. La bathymétrie constitue une donnée initiale et doit être réactualisée dès lors que l'on se trouve dans des systèmes très évolutifs (facteurs naturels ou anthropiques). Cette caractéristique sera appréciée à dire d'expert par les directions régionales de l'AFB. Guide de référence : Alleaume et al., 2010. Bathymétrie des plans d'eau. Protocole d'échantillonnage et descripteurs morphométriques. Rapport du pôle ONEMA/ CEMAGREF, 24 p. -SEDIMENTS = Protocole de terrain de caractérisation des sédiments des fonds lacustres par hydroacoustique. Ce protocole est expérimental, il pourra en conséquence être consolidé au prochain cycle. Le type et la répartition du substrat des fonds lacustres constituent une donnée qui pourra être initiée puis réactualisée dès lors que l'on se trouve dans des systèmes très évolutifs (facteurs naturels ou anthropiques générant une accélération des dépôts sédimentaires et le vieillissement prématuré des plans d'eau : apports de fines, eutrophisation, etc.). Cette caractéristique sera appréciée à dire d'expert par les directions régionales de l'AFB. Les relevés peuvent être réalisés de manière simultanée avec le protocole de relevé bathymétrique, dès lors que le matériel le permet (système RoxAnn). Guide de référence : Mouget et al., 2017. Protocole d'utilisation du système RoxAnn © pour la classification des fonds lacustres. Rapport INRA/ Pôle AFB-Irstea, 49 p. 3. Description des outils, méthodes d'échantillonnage, de traitement et d'analyse des échantillons pour les eaux littorales Les méthodes suivantes sont détaillées dans le guide relatif aux règles d'évaluation de l'état des eaux littorales. 3.1. Éléments biologiques Les méthodes de mesure, de prélèvement et d'analyse à utiliser pour les contrôles des éléments biologiques sont celles indiquées ci-dessous. Les fréquences de contrôle sont indiquées à l'annexe VI du présent arrêté. 3.1.1. Phytoplancton Protocole d'échantillonnage Localisation du prélèvement : le prélèvement est effectué en sub-surface (0-1m) et : -pour les eaux côtières de Manche et d'Atlantique, de préférence en dehors de la zone estran, à pleine mer plus ou moins deux heures ; -pour les eaux côtières de Méditerranée, de préférence dans la matinée ou en milieu de journée, et hors influence directe de sources de perturbation ; -pour les lagunes méditerranéennes, de préférence dans la matinée ou en milieu de journée et hors période de vent ; -pour les eaux de transition estuariennes, au centre du fleuve, à pleine mer plus ou moins deux heures. Mode de prélèvement et de conservation : eau brute prélevée à d'une bouteille de prélèvement de type Niskin (Daniel, 2009). Indicateurs et paramètres : L'indicateur phytoplancton (EQB) est composé de 3 indices : -IB (indice de biomasse), calculé à partir de la concentration en chlorophylle-a du phytoplancton retenu par un filtre GF/ F de 0.7 µm de maille. -IA (indice d'abondance), calculé comme un pourcentage de blooms acceptables sur la période de gestion (grilles). Ces blooms sont considérés éligibles si les abondances d'un taxon dépassant des seuils définis pour les fractions micro-et nanophytoplanctoniques selon la masse d'eau et la région étudiée. Ce sont donc, les identifications et dénombrements phytoplanctoniques qui serviront à bâtir l'indice IA. Il est utilisé le microscope optique pour les fractions micro-et nanophytoplanctoniques, si ces dernières sont en colonie, ou par la méthode de cytométrie en flux pour le pico-et nanophytoplancton dans le cas des lagunes et eaux oligotrophes. -IC (indice de composition). Non défini encore par l'UE ni par les États membres. Il pourrait être calculé à partir des identifications et dénombrements phytoplanctoniques, mais présente l'inconvénient que la fraction picophytoplanctonique et une part du nanophytoplancton échappent à l'identification par microscopie optique. Une alternative a été présentée avec les pigments obtenus par chromatographie liquide (HPLC). Voir Lampert (2017). Méthodes d'analyse : Les paramètres mesurés sont la biomasse chlorophyllienne (chlorophylle-a), et l'identification et dénombrement des taxons de la fraction microphytoplanctonique et du nanophytoplancton colonial (flores totales et/ ou indicatrices). Dans le cas des lagunes la cytométrie en flux permettra de dénombres le pico-et nanophytoplancton en quelques groupes fonctionnels. La concentration en chlorophylle-a peut être déterminée après filtration et extraction à l'aide de 3 techniques : -la méthode spectrophotométrique (Aminot et Kérouel, 2004) ; -la méthode fluorimétrique (Aminot et Kérouel, 2004) ; -la méthode chromatographique HPLC (van Heukelem and Thomas, 2001 ; Wright et al., 1991 ; Zapata et al., 2000). Les résultats sont exprimés en microgramme par litre d'eau brute. Dans l'état d'avancement technologique actuel, les mesures de chlorophylle-a obtenues à l'aide de capteurs de fluorescence in vivo sont des mesures semi-quantitatives qui ne peuvent pas être interprétées avec la même grille de lecture que les mesures réalisées au laboratoire avec les méthodes décrites ci-dessus. Par contre, dans la mesure où l'équivalence des résultats a été démontrée, il est possible d'utiliser les images satellites pour l'évaluation de la chlorophylle-a en masse d'eau côtière. Abondances phytoplanctoniques : L'identification et le dénombrement des cellules des fractions micro-et nanophytoplanctoniques (ces dernières en colonie) [flores totales et/ ou indicatrices] sont effectués sous microscope inversé selon la méthode d'Uthermöhl (1958). Les procédures sont décrites dans la norme NF EN 15204. L'identification se fait au plus précis, espèce ou genre si possible, sinon à un niveau taxonomique supérieur (famille, voire classe). Les résultats sont exprimés en nombre de cellules par litre d'eau brute. Par cytométrie de flux, c'est la méthode décrite par Sieburth et al. (1978) qui devra être utilisée. Les résultats sont exprimés en nombre de cellules par litre d'eau brute. Références Aminot A. et Kérouel R. (2004). Hydrologie des écosystèmes marins-Paramètres et analyses. Ed. Ifremer, 336p. Daniel A. (2009). Techniques de prélèvement hydrologique en milieu marin (HYPERLINK http :// envlit. ifremer. fr/ var/ envlit/ storage/ documents/ dossiers/ prelevementhydro/ presentation. html http :// envlit. ifremer. fr/ var/ envlit/ storage/ documents/ dossiers/ prelevementhydro/ presentation. html) Lampert, Luis. 2017. Calcul d'un indice de composition phytoplanctonique pigmentaire pour les eaux guyanaises (DCE) , juin. http :// archimer. ifremer. fr/ doc/00389/50040/. Norme NF EN 15204 (2006). Qualité de l'eau-Norme guide pour le dénombrement du phytoplancton par microscopie inversée (méthode Utermöhl). 39 pages. Miossec L. (2013) Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale. Rapport AQUAREF 2013,32 p. Sieburth, J., Smetacek, V., Lenz, J. (1978). Pelagic ecosystem structure : heterotrophic compartments of the plankton and their relationship to plankton size fractions. Limnol. Oceanogr. 23 : 1256-1263. Uthermöhl H. (1958). Zur vervolkommnung der quantitativen phytoplankton methodik. Mit. tint. ver theor. angew. Limnol. 9 : 1-38. Van Heukelem L., Thomas C (2001). Computer-assisted high-performance liquid chromatography method development with applications to the isolation and analysis of phytoplankton pigments. Journal of chromatography A, 910,31-49. Wright, S. W., Jeffrey, S. W., Mantoura R. F. C., Lewellyn C. A., Bjornland T., Repeta D., Welschmeyer N. A. (1991). Improved HPLC method for the analysis of chlorophylls and carotenoids from marine phytoplankton. Marine Ecology Progress Series 77 : 183-196. Zapata, M, Rodríguez, F., Garrido J., (2000). Separation of chlorophylls and carotenoids from marine phytoplankton : a new HPLC method using a reversed phase C8 column and pyridine-containing mobile phases. Marine Ecology Progress Series 195 : 29-45. 3.1.2. Macro-algues (eaux côtières-façade Méditerranée) Protocole d'échantillonnage Concerne les substrats durs en mésolittoral et limite supérieur de l'infralittoral. Observations et relevés à partir d'un zodiac, positionné à 3 m du bord ; période d'observation mai-juin. Méthode d'analyse Géomorphologie et présence/ absence et abondance des communautés littorales notées directement sur carte ou photos aériennes sur le linéaire côtier découpé en unités de 50 m de long. Références Laurence Miossec-Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale-CARLIT, macrophytes en lagunes et posidonies-Rapport AQUAREF 2014-13 p (sous presse) (nb de pages). Thibaut T., Mannoni PA. 2007. Cartographie des paysages marins : encorbellements à Lithophyllum et faciès à cystoseires Site Natura 2000 FR 9301624-Cap Lardier-Cap Taillat-Cap Camarat. Contrat GIS Posidonie & Observatoire Marin du Littoral des Maures, ECOMERS publ. Nice, 18 p. Thibaut T., Mannoni P. A., Markovic L., Geoffroy K., Cottalorda J. M. 2008. Préfiguration du réseau macraolgues-Bassin Rhône Méditerranée Corse-Application de la directive Cadre Eau-Rapport d'état écologique des masses d'eau. Contrat Agence de l'Eau RMC-Unsa : 38 p + Atlas cartographique. Thibaut T. et L. Markovic (2009). Préfiguration du réseau macroalgues-Bassin Rhône Méditerranée Corse-Application de la directive Cadre Eau-Rapport d'état écologique des masses d'eau-Ensemble du littoral rocheux continental français de Méditerranée. Contrat Agence de l'Eau Rhône Méditerranée Corse/ Université de Nice-Sophia Antipolis, convention 2009 01 11,31 pages. Thibaut T., L. Markovic et A. Blanfune (2010). Préfiguration du réseau macroalgues-Bassin Rhône Méditerranée Corse-Application de la directive Cadre Eau-Rapport d'état écologique des masses d'eau-Littoral rocheux de la Corse. Contrat Agence de l'Eau Rhône Méditerranée Corse/ Université de Nice-Sophia Antipolis, convention 2009 1431,24 pages. Thibaut T., L. Markovic et A. Blanfune (2011). Préfiguration du réseau macroalgues-Bassin Rhône Méditerranée Corse-Application de la directive Cadre Eau-Rapport d'état écologique des masses d'eau-Littoral rocheux de la Corse. Contrat Agence de l'Eau Rhône Méditerranée Corse/ Université de Nice-Sophia Antipolis, convention 2011 011,22 pages. 3.1.3. Macro-algues de type bloom à ulves (eaux côtières et de transition-façade Manche Atlantique) Protocole d'échantillonnage Données collectées sur photos aériennes prises lors de 3 survols annuels en mai, juillet et septembre en période de vive-eau (coefficient supérieur à 75) ; appareil de type CESSNA ; altitude du vol entre 1500 et 4000 pieds ; survols suivis de contrôle terrain si échouages détectables avec récolte d'algues. Méthode d'analyse Intégration et géo-référencement des photos aériennes dans un SIG, digitalisation des dépôts d'algues et estimation visuelle du pourcentage de couverture algale dans ces dépôts ; évaluation des surfaces potentiellement colonisables sur carte IGN (1/ 25000e) et sur photos aériennes ; identification des espèces récoltées sous microscope Références Laurence Miossec-Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale. Rapport AQUAREF 2013-32 p. 3.1.4. Macro-algues de substrat dur intertidal (eaux côtières-façade Manche Atlantique) Protocole d'échantillonnage Evaluation des surfaces couvertes et identification in situ d'espèces algales caractéristiques et opportunistes sur substrat rocheux de l'estran par coefficients de marée supérieurs à 95 entre mars et juillet ; l'analyse se fait dans 3x3 quadrats (n = 9) positionnés de manière aléatoire dans chacune des ceintures identifiées de l'estran (2 ou 6 ceintures suivant les secteurs). Méthode d'analyse Déterminations algales à l'œil nu, sur sites (si problème, un échantillon est rapporté au laboratoire pour détermination sous loupe binoculaire) ; les superficies sont réalisées à l'oeil nu ou bien à l'aide d'un GPS et du logiciel ARGIS Références Miossec L., Soudant D. et Le Stum M.-Consolidation et mise au point de méthodes de bio-indication et transfert aux opérateurs. Contributions Hydrobiologie en milieu marin, Rapport Aquaref, 2012 3.1.5. Macro-algues de substrat dur subtidal (eaux côtières-façade Manche Atlantique Protocole d'échantillonnage Identification qualitative et quantitative en plongée d'espèces algales caractéristiques et opportunistes et des invertébrés fixés, sur quadrats, dans l'infralittoral et le circalittoral côtier et à 3 profondeurs fixes entre mi-mars et mi-juillet. Méthode d'analyse Les déterminations algales se font à l'œil nu, sur sites (si problème, un échantillon est rapporté au laboratoire pour détermination sous microscope et loupe binoculaire) ; les comptages et mesures à différentes profondeurs (comprenant aussi les mesures des longueurs des stipes de Laminaria hyperborea et la surface moyenne des épibioses) sont également réalisés principalement in situ et ex situ lorsque cette espèce est présente en forte densité. De plus, un échantillonnage de la faune de l'infralittoral supérieur et du circalittoral côtier est réalisé. Références Derrien-Courtel S. et Le Gal A.-Protocole de surveillance DCE pour l'élément de qualité Macroalgues subtidales -second cycle de suivi (DCE-2). Rapport du Museum National d'Histoire Naturelle, station de Biologie Marine de Concarneau, janvier 2014. Le Gal A. et Derrien-Courtel S. Quality Index of Subtidal Macroalgae (QISubMac), a suitable tool for ecological quality status assessment under the scope of European Water Framework Directive. Submitted to Ecological indicators, 23/02/2015 Miossec L., Soudant D. et Le Stum M.-Consolidation et mise au point de méthodes de bio-indication et transfert aux opérateurs. Contributions Hydrobiologie en milieu marin, Rapport Aquaref, 2012 3.1.6. Angiospermes (eaux côtières-façade Méditerranée) Protocole d'échantillonnage Prélèvements et observations réalisées en plongée, de préférence en avril ; relevés de la profondeur de la limite inférieure et de l'état dynamique (échelle qualitative) de l'herbier à cette profondeur ; à 15m, relevé du nombre de faisceaux dans des quadrats (0,16 m ² ; 20 quadrats) et prélèvements de faisceaux (n = 20) Méthode d'analyse Biométrie des feuilles ; pesées des feuilles et des épibiontes des feuilles (poids sec). Références Laurence Miossec-Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale-CARLIT, macrophytes en lagunes et posidonies-Rapport AQUAREF 2014,13 pages Gobert S., S. Sartoretto, V. Rico-Raimondino, B. Andral, A. Chery, P. Lejeune et P. Boissery. 2009. Assessment of the ecologicol status of Mediterranean French coastal waters as required by the Water Framework Directive using the Posidonia oceanica Rapid Easy Index : PREI. Marine Pollution Bulletin, 58,1727-1733. Sartoretto S. 2008. Soutien méthodologique à la mise en œuvre de la Directive Cadre Eau (item : herbier de posidonie)-Validation du protocole de calcul de l'EQR (District Rhône et côtiers méditerranéens). RST/ DOP/ LER-PAC/08-01,40 pages. 3.1.7. Angiospermes (eaux côtières et de transition-façade Manche Atlantique) Protocole d'échantillonnage Zostera noltii L'échantillonnage est réalisé entre août et septembre, période de biomasses maximales. Les relevés de densité des zostères se font à partir d'une grille d'échantillonnage par estimation visuelle et prise de photos ; prélèvement de sédiment à l'aide d'un carottier ; prélèvement d'algues. Zostera marina Echantillonnage au printemps en Manche Atlantique et entre fin août et début septembre en Aquitaine ; relevé du type biosédimentaire ; comptage et prélèvement de pieds de zostères dans quadrats ; prélèvement de sédiment à l'aide d'un carottier ; prélèvement d'algues Si problème d'identification des espèces in situ, prélèvement pour analyse au laboratoire. Méthode d'analyse Zostera noltii Evaluation semi-quantitative et visuelle du taux de recouvrement de Z. noltii confirmée par une analyse semi-automatique des photos à l'aide d'un logiciel ; pesées des macroalgues après séchage (poids sec) ; analyse granulométrique et teneur en matière organique pour les sédiments (poids sec et poids de cendre). Zostera marina Si problème d'identification des espèces in situ, détermination au laboratoire sous microscope. Biométrie des échantillons de zostères prélevés ; étuvage des échantillons pour calcul de biomasse (poids sec et poids de cendre) ; biométrie des macroalgues ; pesée des épiphytes présents sur les feuilles ; évaluation en pourcentage du wasting disease. Références Laurence Miossec-Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale. Rapport AQUAREF 2013-32 p. Auby I., Dalloyau S., Fortune M., Hily C., Oger-Jeanneret H. Plus M., Sauriau P-G, Trut G., Protocole de suivi stationnel des herbiers à Zostères pour la Directive Cadre sur l'Eau (DCE) Zostera marina, Zostera noltii. Rapport Ifremer RST/ LER/ MPL/13.01, mars 2013. 3.1.8. Macroalgues et angiospermes (eaux de transition-façade Méditerranée) Protocole d'échantillonnage Prélèvements et observations réalisées en surface ou en plongée suivant la profondeur, au printemps, avant les mortalités estivales ; la trajectoire du plongeur se fait en cercle autour du bateau (surface environ 120 m ²) ; relevés du taux de recouvrement végétal total, du taux de recouvrement relatif des espèces de référence et de la richesse spécifique ; relevé de la profondeur ; prélèvement de sédiment. Si problème d'identification des espèces in situ, prélèvement pour analyse au laboratoire. Méthode d'analyse Si problème d'identification des espèces in situ, détermination au laboratoire sous microscope ; analyse granulométrique et mesure du taux de matière organique (une fois par plan de gestion). Références Laurence Miossec-Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale-CARLIT, macrophytes en lagunes et posidonies-Rapport AQUAREF 2014,13 pages. Lauret M., J. Oheix, V. Derolez et T. Laugier. (2011). Réseau de suivi lagunaire, 2011. Guide de reconnaissance des lagunes du Languedoc-Roussillon : 148 pages. 3.1.9. Invertébrés benthiques de substrat meuble (façades Mer du Nord, Manche, Atlantique et Méditerranée) Protocole d'échantillonnage -Façade Manche Atlantique (eaux côtières et de transition) : -zone intertidale : échantillonnage à l'aide d'un carottier ou d'un quadrat (surfaces entre 0,03 et 0,1 m ²-de 5 à 9 réplicats par station) ; tamisage sur maille de 1 mm ; -zone subtidale : échantillonnage, à l'aide de bennes Van Veen, Smith-Mc Intyre ou Ekman-Birge (surfaces entre 0,025 et 0,1 m ²-de 5 et 10 réplicats par station) ; tamisage sur maille de 1mm. -Façade Méditerranée (eaux côtières) : -échantillonnage à l'aide de benne Van Veen (surface de 0,025 m ², 5 réplicats par station) en zone subtidale ; tamisage sur maille de 1mm. -Façade Méditerranée (eaux de transition) : -prélèvements réalisés à l'aide d'une benne Eckmann-Birge (surface de 0,0225 m ² ; 3 sous-stations par station et 4 réplicats par sous-stations), tamisage sur maille de 1 mm ; prélèvements de sédiments par carottages (n = 3 par station) et mesure du potentiel d'oxydo-réduction avec un pH-mètre Poncelle. Méthode d'analyse Détermination de la faune benthique sous loupe binoculaire, dénombrement et pesée (poids sec) ; les paramètres mesurés sont la composition spécifique, l'abondance spécifique, la biomasse spécifique. Analyse granulométrique et teneur en matière organique pour les sédiments. Références Norme NF EN ISO 16665 (lignes directrices pour l'échantillonnage quantitatif et le traitement d'échantillons de la macrofaune marine des fonds meubles). 3.1.10. Invertébrés benthiques de substrat meuble (La Réunion) Protocole d'échantillonnage -Echantillonnage à la benne Van Veen ou Smith McIntyre (surface de 0,1 m ², 5 réplicats par station pour l'analyse faunistique et 1 pour l'analyse du sédiment), entre 25 et 70 m de profondeur pour le contrôle de surveillance ; tamisage sur maille de 1mm Méthode d'analyse Détermination au niveau spécifique ou supra et dénombrement de la faune benthique sous loupe binoculai …