Règlement grand-ducal du 27 octobre 2000 concernant la lutte contre Ralstonia solanacearum (Smith) Yabuuchi et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . .

(1)de la loi du 12 juillet 1996 portant réforme du Conseil d’Etat et considérant qu’il y a urgence; Sur le rapport de Notre Ministre de l'Agriculture, de la Viticulture et du Développement rural et de Notre Ministre de la Justice et après délibération du Gouvernement en Conseil; Arrêtons: Art. 1er. Le présent règlement concerne les mesures à prendre contre Ralstonia solanacearum (Smith) Yabuuchi et al., auparavant connu sous la dénomination Pseudomonas solanacearum (Smith) Smith (ci-après dénommé “l’organisme”), dans le but s’agissant des plantes hôtes de l’organisme énumérées à l’annexe I, section I (ci-après dénommées “matériel végétal énuméré”):

1. a)de le localiser et de déterminer sa diffusion;
2. b)de prévenir son apparition et sa propagation;
3. c)s’il est détecté, de prévenir sa propagation et de la combattre en vue de son éradication. Art. 2. 1. Le service de la protection des végétaux auprès de l’Administration des services techniques de l’agriculture, dénommé ci-après “ le service ”, procède chaque année à des recherches officielles systématiques visant à détecter l’organisme sur le matériel végétal énuméré provenant du territoire du Grand-Duché de Luxembourg. Afin de déterminer les autres sources éventuelles de contamination menaçant la production du matériel végétal énuméré, le service procède à une évaluation des risques et, à moins qu’aucun risque de propagation de l’organisme n’ait été constaté à l’issue de l’évaluation, il procède, dans les zones de production du matériel végétal énuméré, à des recherches officielles ciblées visant à détecter l’organisme sur des végétaux, n’appartenant pas au matériel végétal énuméré, y compris sur les plantes sauvages hôtes de la famille des solanacées, de même que dans les eaux superficielles utilisées pour l’irrigation ou le traitement par pulvérisation du matériel végétal énuméré et dans les eaux usées rejetées par les entreprises de transformation industrielle ou de conditionnement traitant du matériel végétal énuméré et utilisées pour l’irrigation ou le traitement par pulvérisation du matériel végétal énuméré. L’ampleur de ces recherches ciblées est déterminée en fonction du risque décelé. Le service peut également procéder à des recherches officielles visant à détecter l’organisme sur d’autres matériels, tels que le milieu de culture, le sol et les déchets solides provenant d’entreprises de transformation industrielle ou de conditionnement. 2. Les recherches officielles visées au paragraphe 1 sont effectuées:
4. a)pour le matériel végétal énuméré, selon les critères prévus à l’annexe I, section II, point 1;
5. b)pour les plantes hôtes autres que le matériel végétal énuméré et pour les eaux, y compris les eaux usées, selon des méthodes appropriées; le cas échéant des échantillons sont prélevés et soumis à des tests en laboratoire officiels ou officiellement contrôlés;
6. c)en tant que de besoin pour d’autres matériels, selon des méthodes appropriées. Pour ces recherches, les modalités complémentaires des procédures d’inspection ainsi que le nombre, l’origine, la stratification et le calendrier de prélèvement des échantillons sont arrêtés par le service, sur la base de principes scientifiques et statistiques fondés et des caractéristiques biologiques de l’organisme, et compte tenu des systèmes particuliers de production du matériel végétal énuméré et, le cas échéant, d’autres plantes hôtes de l’organisme. 3. Les modalités et les résultats des recherches officielles visées au paragraphe 1 sont notifiés chaque année aux autres Etats membres ainsi qu’à la Commission, conformément aux dispositions de l’annexe I, section II, point 2. Ces notifications sont faites avant le 1er juin, sauf en ce qui concerne les plants de pommes de terre obtenus par l’agriculteur et utilisés sur sa propre exploitation, qui sont faites avant le 1er septembre. Les modalités et les résultats concernant les cultures sont rapportés à la production de l’année précédente. Le Comité Phytosanitaire Permanent auprès de la Commission UE peut être saisi des modalités de ces notifications. 4. Lorsque les instances communautaires adoptent:
7. a)les méthodes appropriées pour les recherches et les tests en laboratoire visés au paragraphe 2, premier alinéa, point b),
8. b)les méthodes appropriées pour les recherches visées au paragraphe 2, premier alinéa, point c),
9. c)les modalités complémentaires afférentes aux recherches visées au paragraphe 2, second alinéa, afin de garantir des niveaux d’assurance comparables entre les Etats membres, celles-ci sont directement applicables. Art. 3. Toute apparition suspectée ou la présence confirmée de l’organisme sur le territoire du Grand-Duché du Luxembourg doit être signalée au service. Art. 4. 1. Pour toute apparition suspectée, le service effectue des tests en laboratoire, pour le matériel végétal énuméré, selon la méthode pertinente décrite à l’annexe II et conformément aux conditions énumérées à l’annexe III, 2579 point 1, ou, dans tous les autres cas, selon toute autre méthode officiellement agréée, afin de confirmer ou d’infirmer ladite apparition. Si la présence de l’organisme est confirmée, les dispositions de l’annexe III, point 2, s’appliquent. 2. Dans l’attente de la confirmation ou de l’infirmation de l’apparition suspectée visée au paragraphe 1, dans chaque cas d’apparition suspectée où l’on a constaté:
10. i)des symptômes diagnostiqués de la présence de la maladie causée par l’organisme et une réaction positive au(
11. x)test(
12. s)de dépistage rapide précisé(
13. s)à l’annexe II, section I, point 1, et section II ou
14. ii)une réaction positive au(
15. x)test(
16. s)de dépistage précisé(
17. s)à l’annexe II, section I, point 2, et section III, le service , en ce qui concerne la production nationale:
18. a)interdit la circulation de végétaux et de tubercules issus de toutes les cultures, lots ou envois sur lesquels les échantillons ont été prélevés, sauf sous son contrôle et pour autant qu’il ait été établi qu’il n’y a aucun risque identifiable de propagation de l’organisme;
19. b)prend les mesures nécessaires pour remonter à l’origine de l’apparition suspectée;
20. c)introduit, notamment pour la production du matériel végétal énuméré et la circulation de lots de pommes de terre de semence autres que ceux visés au point a), produits sur le lieu de production sur lequel les échantillons visés au point
21. a)ont été prélevés, des mesures de précaution supplémentaires appropriées, fondées sur le degré de risque estimé, en vue de prévenir toute propagation de l’organisme. 3. Dans les cas d’apparition suspectée où il y a un risque de contamination du matériel végétal énuméré ou des eaux superficielles à partir d’un autre Etat membre ou vers un autre Etat membre, l’Etat membre dans lequel l’apparition suspectée a été signalée notifie immédiatement, en fonction du risque identifié, les informations relatives à ladite apparition suspectée à l’autre Etat membre ou aux autres Etats membres concernés et une coopération appropriée est instaurée entre lesdits Etats membres. L’Etat membre ou les Etats membres ainsi notifiés introduisent des mesures de précaution conformément au paragraphe 2, point c), et entreprennent éventuellement des actions supplémentaires conformément aux paragraphes 1 et 2. 4. Les mesures visées au paragraphe 2, point c), adoptées par les instances communautaires sont directement applicables. Art. 5. 1. Si les tests, effectués en laboratoire selon la méthode pertinente décrite à l’annexe II, pour le matériel végétal énuméré, ou, dans tous les autres cas, selon toute autre méthode officiellement agréée, confirment la présence de l’organisme dans un échantillon prélevé conformément au présent règlement, il appartient au service, compte tenu de principes scientifiques fondés, des caractéristiques biologiques de l’organisme et des systèmes particuliers de production, de commercialisation et de transformation des plantes hôtes de l’organisme en usage:
22. a)s’agissant du matériel végétal énuméré:
23. i)de procéder à une enquête afin de déterminer l’étendue et la ou les sources primaires de la contamination, conformément aux dispositions de l’annexe IV et en effectuant des tests complémentaires conformément à l’article 4, paragraphe 1, sur, au moins, tous les stocks de pommes de terre de semence liés par clonage;
24. ii)de déclarer contaminés le matériel végétal énuméré, l’envoi et/ou le lot d’où l’échantillon a été prélevé, ainsi que le matériel, le véhicule, le récipient, l’entrepôt ou des parties de ceux-ci et tout autre objet, y compris les emballages qui ont été en contact avec le matériel végétal énuméré d’où l’échantillon a été prélevé; de déclarer également contaminés, le cas échéant, le(
25. s)champ(s), unité(
26. s)de production de cultures protégées et lieu(
27. x)de production où le matériel végétal a été récolté et d’où l’échantillon a été prélevé; et, pour les échantillons prélevés en cours de végétation, de déclarer contaminés le(
28. s)champ(s), lieu(
29. x)de production et, le cas échéant, unité(
30. s)de production de cultures protégées d’où l’échantillon a été prélevé; iii) de déterminer, conformément aux dispositions de l’annexe V, point 1, l’étendue de la contamination probable, soit par contact avant ou après la récolte avec des éléments déclarés contaminés, soit par des liens avec ceux-ci au travers du système de production, d’irrigation ou de pulvérisation, soit par une relation clonale et;
31. iv)de délimiter une zone sur la base de la déclaration de contamination visée au point ii), de la détermination de l’étendue de la contamination probable visée au point iii) et de la propagation possible de l’organisme, conformément aux disposition de l’annexe V, point 2 i);
32. b)s’agissant des cultures de plantes hôtes autres que celles mentionnées au point a), lorsque la production du matériel végétal énuméré est identifiée comme soumise à un risque:
33. i)d’effectuer une enquête conformément au point
34. a)i);
35. ii)de déclarer contaminées les plantes hôtes de l’organisme d’où l’échantillon a été prélevé et; iii) de déterminer l’étendue de la contamination probable et de délimiter une zone conformément aux points
36. a)iii) et
37. a)iv), respectivement, en ce qui concerne la production du matériel végétal énuméré;
38. c)s’agissant des eaux superficielles (y compris les effluents liquides d’entreprises de transformation industrielle ou de conditionnement traitant du matériel végétal énuméré) et des plantes hôtes sauvages associées appartenant à la famille des solanacées, lorsque la production du matériel végétal énuméré est identifiée comme soumis à un risque, que ce soit par irrigation, par pulvérisation ou par submersion par les eaux superficielles:
39. i)d’effectuer une enquête, y compris des recherches officielles à des moments opportuns sur des échantillons d’eaux superficielles et de plantes hôtes sauvages de la famille des solanacées éventuellement présentes, afin d’établir l’étendue de la contamination, 2580 et
40. ii)de déclarer contaminées les eaux superficielles d’où le ou les échantillons ont été prélevés, dans la mesure appropriée et sur la base de l’enquête visée au point i), et iii) de déterminer l’étendue de la contamination probable et de délimiter une zone sur la base de la déclaration de contamination visée au point
41. ii)et de la propagation possible de l’organisme, en tenant compte des dispositions de l’annexe V, point 1 et point 2 ii). 2. Le service notifie immédiatement aux autres Etats membres et à la Commission, conformément aux dispositions de l’annexe V, point 3, toute contamination déclarée conformément au paragraphe 1, point
42. a)
43. ii)et point
44. c)ii), ainsi que les informations détaillées concernant la délimitation de la zone visée au paragraphe 1, point
45. a)iv), et, le cas échéant, au paragraphe 1, point
46. c)iii). Le Comité Phytosanitaire Permanent auprès de la Commission UE peut être saisi des détails de la notification faite au titre du présent paragraphe. Le service soumet simultanément à la Commission la notification supplémentaire visée au point 4 de l’annexe V. Le Comité Phytosanitaire Permanent auprès de la Commission UE est immédiatement saisi des modalités de la notification faite au titre du présent alinéa. 3. A la suite de la notification faite au titre du paragraphe 2 et des éléments y figurant, les autres Etats membres visés dans la notification procèdent à une enquête conformément au paragraphe 1, point
47. a)i), et, s’il y a lieu, au paragraphe 1, point
48. c)i), et mènent toute action complémentaire appropriée conformément aux paragraphes 1 et 2. Art. 6. 1. Le service prescrit que le matériel végétal énuméré déclaré contaminé conformément à l’article 5, paragraphe 1, point
49. a)ii), ne peut pas être planté et que, sous son contrôle et avec son autorisation, il est soumis à l’une des dispositions de l’annexe VI, point 1, de telle sorte que l’absence de risque identifiable de propagation de l’organisme soit garantie. 2. Le service prescrit que le matériel végétal énuméré déclaré probablement contaminé conformément à l’article 5, paragraphe 1, point
50. a)iii) et point
51. c)iii), et comprenant le matériel végétal énuméré pour lequel un risque a été identifié, produit sur les lieux de production déclarés probablement contaminés conformément à l’article 5, paragraphe 1, point
52. a)iii), ne peut pas être planté et que, sous son contrôle, il est utilisé ou éliminé de la manière appropriée précisée à l’annexe VI, point 2, de telle sorte que l’absence de risque identifiable de propagation de l’organisme soit établie. 3. Le service prescrit que le matériel, les véhicules, les récipients, les entrepôts ou des parties de ceux-ci, et tout autre objet, y compris les emballages, déclarés contaminés conformément à l’article 5, paragraphe1, point
53. a)ii), ou déclarés probablement contaminés conformément à l’article 5, paragraphe 1, point
54. a)iii) et point
55. c)iii), doivent être détruits ou décontaminés selon des méthodes appropriées précisées à l’annexe VI, point 3. Après décontamination, ces objets ne sont plus considérés comme contaminés. 4. Sans préjudice des mesures mises en œuvre en application des paragraphes 1, 2 et 3, le service prescrit que diverses mesures, définies à l’annexe VI, points 4.1 et 4.2, doivent être mises en œuvre dans la zone délimitée conformément à l’article 5, paragraphe 1,point
56. a)
57. iv)et point
58. c)iii). Les détails concernant ces mesures sont communiqués chaque année aux autres Etats membres et à la Commission. Le comité peut être saisi des modalités de cette notification. Art. 7. 1. Le service prescrit que les pommes de terre de semence doivent satisfaire aux exigences du règlement grand-ducal du 28 mai 1993 et provenir en ligne directe d’un matériel qui a été obtenu dans le cadre d’un programme officiellement approuvé et qui a été déclaré exempt de l’organisme à la suite des tests officiels ou officiellement contrôlés, selon la méthode pertinente décrite à l’annexe II. Les tests susmentionnés sont effectués par le service:
59. a)dans les cas où la découverte de l’organisme dans la production nationale de pommes de terre de semence a été confirmée:
60. i)par des tests portant sur les générations antérieures, y compris la sélection clonale initiale, et par des tests systématiques sur les clones de pommes de terre de semence de base ou
61. ii)lorsque l’absence de relation clonale a été établie, par des essais portant sur tous les clones de pommes de terre de semence de base ou sur les générations antérieures, y compris la sélection clonale initiale, et
62. b)dans les autres cas, soit sur chaque plante de la sélection clonale initiale, soit sur des échantillons représentatifs des pommes de terre de semence de base ou des générations antérieures. 2. En cas d’adoption, par les instances communautaires : - de modalités d’application du paragraphe 1, second alinéa, point a), - de règles concernant les échantillons représentatifs visés au paragraphe 1, second alinéa, point b), celles-ci sont directement applicables. Art. 8. La détention et la manipulation de l’organisme est interdite. Art. 9. Sans préjudice des dispositions du règlement grand-ducal du 28 mai 1993, le service peut accorder des dérogations aux articles 6 et 8 du présent règlement conformément aux dispositions prévues par le règlement grandducal du 8 septembre 1998 pour des travaux à des fins d’essai ou à des fins scientifiques ou pour des travaux sur les sélections variétales. 2581 Art. 10. Un règlement grand-ducal peut déterminer des mesures complémentaires ou plus rigoureuses requises pour la lutte contre l’organisme ou la prévention de sa propagation, pour autant qu’elles respectent les dispositions de la directive 77/93/CEE. Le détail de ces mesures est notifié aux autres Etats membres et à la Commission. Le Comité Phytosanitaire Permanent auprès de la Commission UE peut être saisi des modalités de cette notification. Art. 11. Les infractions aux dispositions du présent règlement sont punies conformément aux dispositions de l’article 9 de la loi du 14 juillet 1971 concernant la protection des végétaux et produits végétaux contre les organismes nuisibles. Art. 12. Notre Ministre de l’Agriculture, de la Viticulture et du Développement Rural et Notre Ministre de la Justice sont chargés, chacun en ce qui le concerne, de l’exécution du présent règlement qui sera publié au Mémorial Le Ministre de l’Agriculture, de la Viticulture et du Développement rural, Fernand Boden Château de Fischbach, le 27 octobre 2000. Henri Le Ministre de la Justice, Luc Frieden ANNEXE I SECTION I Liste des plantes hôtes de Ralstonia solanacearum (Smith) Yabuuchi et al. visées à l’article 1er Végétaux (y compris les tubercules), à l’exception des semences proprement dites de l’espèce Solanum tuberosum L. Végétaux, à l’exception des semences et des fruits de l’espèce Lycopersicon lycopersicum L. Karsten ex Farw. Pomme de terre Tomate SECTION II Recherches 1) Les recherches officielles visées à l’article 2, paragraphe 2, point a), sont fondées sur les caractéristiques biologiques de l’organisme et des systèmes particuliers de production et comprennent:
63. i)dans le cas de la pomme de terre : - à des moments opportuns, une inspection visuelle de la culture en phase de croissance et/ou un prélèvement d’échantillons de pommes de terre de semence et d’autres pommes de terre, en cours de végétation ou stockées; ces échantillons sont soumis à une inspection visuelle, officielle ou officiellement contrôlée, sur tubercules coupés, et - dans le cas des pommes de terre de semence et, le cas échéant, des autres pommes de terre, des tests en laboratoire officiels ou officiellement contrôlés, suivant la méthode décrite à l’annexe II;
64. ii)dans le cas de la tomate: - une inspection visuelle, à des moments opportuns, au moins de la culture en phase de croissance de plants destinés à être replantés pour un usage professionnel. 2) La notification des recherches officielles visées à l’article 2, paragraphe 3, comprend:
65. i)dans le cas des recherches sur les pommes de terre: - l’estimation de la superficie totale cultivée, en hectares, des pommes de terre de semence et autres pommes de terre, - la stratification par catégorie de semence et pommes de terre de consommation et, le cas échéant, par région, - le nombre et le calendrier de prélèvement des échantillons pour les tests, - le nombre des inspections visuelles sur le terrain, - le nombre (et la taille de l’échantillon) des inspections visuelles sur tubercules;
66. ii)dans le cas des recherches sur, au moins, la culture en phase de croissance des plants de tomates destinés à être replantés pour un usage professionnel: - l’estimation du nombre total de plants, - le nombre d’inspections visuelles; iii) dans le cas des recherches sur des plantes hôtes autres que les pommes de terre et les tomates, y compris les plantes hôtes sauvages de la famille des solanacées: 2582 - l’espèce, - le nombre d’échantillons prélevés et la date de prélèvement, - la zone ou le cours d’eau où a été effectué le prélèvement d’échantillons, selon le cas, - la méthode d’analyse;
67. iv)dans le cas des recherches sur l’eau et les effluents liquides rejetés par les installations industrielles de traitement ou de conditionnement: - le nombre d’échantillons et la date de prélèvement, - la zone ou le cours d’eau ou l’emplacement des installations où a été effectué le prélèvement d’échantillons, selon le cas, - la méthode d’analyse. ANNEXE II PROCÉDURE DE TEST POUR DIAGNOSTIQUER, DÉTECTER ET DENTIFIER RALSTONIA SOLANACEARUM (SMITH) YABUUCHI ET AL. DOMAINE D’APPLICATION DE LA PROCÉDURE La procédure présentée ci-dessous décrit les différentes étapes à suivre pour:
68. i)diagnostiquer le flétrissement bactérien sur les tubercules de pomme de terre ou sur les plantes de pomme de terre et de tomate;
69. ii)détecter Ralstonia solanacearum dans des échantillons de tubercules de pomme de terre; iii) identifier Ralstonia solanacearum. On trouvera en appendice des indications détaillées concernant la préparation du matériel nécessaire aux tests (milieux de culture, tampons, solutions et réactifs). TABLE DES MATIÈRES SECTION I: Application de la procédure de test . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1. Diagnostic du flétrissement bactérien sur les tubercules de pomme de terre et sur les plantes de pomme de terre et de tomate . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . Détection et identification de Ralstonia solanacearum sur des échantillons de tubercules de pomme de terre . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . SECTION II: Diagnostic du flétrissement bactérien sur les tubercules de pomme de terre et sur les plantes de pomme de terre et de tomate . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1. Symptômes . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2. Test(
70. s)rapide(
71. s)de dépistage . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3. Procédure d’isolement . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 4. Test(
72. s)de confirmation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . SECTION III: Détection et identification de Ralstonia solanacearum sur des échantillons de tubercules de pomme de terre . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1. Préparation de l’échantillon pour le test . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2. Test d’immunofluorescence (IF) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3. Test immuno-enzymologique (ELISA) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 4. Test de réaction en chaîne à la polymérase (PCR TM) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 5. Test d’étalement sur milieu sélectif . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 6. Test biologique . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 7. Tests d’enrichissement . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 8. Test du pouvoir pathogène . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . Appendice 1: Milieux nutritifs d’isolement et de culture de Ralstonia solanacearum . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . Appendice 2: Matériel nécessaire à la préparation de l’échantillon . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . Appendice 3: Matériel nécessaire au test d’immunofluorescence . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . Appendice 4: Détermination du degré de contamination lors du test IF . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . Appendice 5: Matériel nécessaire au test ELISA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . Appendice 6: Matériel nécessaire au test PCR . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . Appendice 7: Matériel nécessaire aux tests d’ensemencement sélectif et d’enrichissement . . . . . . . . . . . . . . . Références . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2583 SECTION I APPLICATION DE LA PROCÉDURE DE TEST 1. Diagnostic du flétrissement bactérien sur les tubercules de pomme de terre et sur les plantes de pomme de terre et de tomate La procédure de test concerne les tubercules de pomme de terre et les plantes de pomme de terre et de tomate présentant des symptômes typiques du flétrissement bactérien ou permettant de soupçonner sa présence. Elle comporte un test rapide de dépistage, l’isolement de l’organisme pathogène à partir du tissu vasculaire infecté sur des milieux de diagnostic et, en cas de résultat positif, l’identification de la culture comme étant Ralstonia solanacearum. Présentation du diagramme fonctionnel Plantes de pomme de terre ou de tomate ou tubercules de pomme de terre présentant des symptomes

(1)Tests rapides de dépistage

(2)ISOLEMENT Colonies ayant une morphologie caractéristique OUI NON

(3)TESTS DE CONFIRMATION Identification

(4)d’une culture pure comme étant Ralstonia solanacearum et test de pathogénécité

(4)OUI NON Plantes et/ou tubercules non infectés par Ralstonia solanacearum Plantes et/ou tubercules infectés par Ralstonia solanacearum Renvois du diagramme fonctionnel

(1)La description des symptômes figure à la section II.1.

(2)Des tests rapides de tri facilitent le diagnostic présomptif. Les tests appropriés sont: - test de purulence des tissus vasculaires caulinaires (section II.2), - test de mise en évidence des granules de poly-ß-hydroxybutyrate (section II.2), - test d’immunofluorescence (section III.2), - test ELISA (section III.3), - test PCR (section III.4).

(3)Bien que l’isolement de l’agent pathogène par dilution et étalement sur milieu de culture soit une tâche simple, la mise en culture risque d’échouer à partir des stades d’infection avancés. Les bactéries saprophytes qui se développent sur un tissu malade risquent de se développer beaucoup plus rapidement que l’agent pathogène ou d’inhiber sa croissance sur le milieu d’isolement. Lorsque le test d’isolement est négatif en dépit de symptômes caractéristiques de la présence de la maladie, l’isolement doit être réitéré, de préférence par un test de dilution et étalement sur un milieu sélectif.

(4)L’identification fiable d’une culture pure de Ralstonia solanacearum nécessite au minimum l’un des tests dont la liste figure à la section II.4.1, réalisé conjointement avec un test de pouvoir pathogène (section II.4.3). La caractérisation de la souche est facultative mais recommandée pour chaque cas nouveau. 2584 2. Détection et identification de Ralstonia solanacearum sur des échantillons de tubercules de pomme de terre La procédure de test vise à détecter des infections latentes de tubercules de pomme de terre au moyen d’un test de tri ou, mieux encore, de plusieurs tests de ce type, dont les résultats, s’ils sont positifs, sont confirmés par l’isolement de l’agent pathogène. En cas d’isolement de colonies caractéristiques, on procède à l’identification d’une culture pure comme étant Ralstonia solanacearum. Diagramme fonctionnel Echantillons de tubercules de pommes de terre

(1)TEST(S) DE DEPISTAGE

(2)Test d’immunoinfluorescence

(3)et/ou d’ensemencement sur milieu sélectif

(4)avec tests complémentaires facultatifs: Test ELISA

(5)Test(s) PCR

(6)Test

(7)Au moins un test positif Tous les tests réalisés négatifs Echantillon non infecté par Ralstonia solanacearum TEST(S) D’ISOLEMENT Ensemencement test test sur milieu biologique

(8)sélectif Colonies de morphologie caractéristique OUI NON Echantillon non infecté par Ralstonia solanacearum TEST(S) DE CONFIRMATION Identification de la culture en tant que culture de Ralstonia solanacearum et test de pouvoir pathogène

(9)OUI NON Echantillon non infecté par Ralstonia solanacearum Echantillon non infecté par Ralstonia solanacearum Renvois du diagramme fonctionnel

(1)Taille de l’échantillon La taille de l’échantillon standard est de 200 tubercules. Cependant, la procédure peut être appliquée à des échantillons de moins de 200 tubercules.

(2)Test(s) de tri La sensibilité ou la fiabilité d’un seul test n’est pas toujours suffisante pour détecter la présence de Ralstonia solanacearum dans un échantillon. Il est donc recommandé de procéder à plusieurs tests. Dans la mesure du possible, ces tests doivent être basés sur des principes biologiques différents.

(3)Test d’immunofluorescence Le test d’immunofluorescence est un test de tri bien connu. C’est un avantage par rapport à d’autres types de tests qui ne sont pas encore parfaitement mis au point, ou validés. Ce test est utilisé pour d’autres bactéries de 2585 quarantaine, comme Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus. Compte tenu des paramètres de lecture spécifiés dans cette méthode, il s’agit d’un test sensible (seuil de sensibilité 10 3 -10 4 cellules/ml de l’extrait final de pomme de terre). Le facteur décisif pour la fiabilité des résultats du test est la qualité de l’antisérum. Seul un antisérum ayant un titre élevé (au minimum 2 000 pour l’antisérum brut) est acceptable et tous les tests doivent être réalisés au titre de l’antisérum ou à une dilution en dessous. La méthode indirecte est utilisée de préférence. La méthode directe est applicable lorsque la sensibilité et la spécificité du test sont équivalentes à celles de la méthode indirecte. Le test d’immunofluorescence présente l’avantage d’offrir une interprétation subjective quant à la morphologie et à l’intensité de la fluorescence des cellules qui fournissent des indications sur la spécificité de la réaction. Il est fréquent de constater des réactions croisées avec des bactéries sérologiquement proches, du sol ou associées à des tissus de pomme de terre, présentant une morphologie cellulaire de Ralstonia solanacearum. Le test d’immunofluorescence peut faire office de test de tri unique, mais lorsque la présence de réactions croisées est suspectée, il convient de réaliser un autre test de tri basé sur un principe biologique différent. Dans de tels cas, l’isolement sur milieu sélectif est le test le plus approprié.

(4)Etalement sur milieu sélectif Lorsqu’on utilise le milieu sélectif modifié SMSA et la méthodologie spécifiée, on dispose d’un test sensible et sélectif permettant de détecter Ralstonia solanacearum. Le résultat est disponible dans un délai de trois à six jours après la préparation de l’échantillon. L’agent pathogène est obtenu directement sous forme de culture et peut être facilement identifié. Pour mettre pleinement à profit les possibilités offertes par ce test, il faut préparer soigneusement les talons de pommes de terre afin de réduire les contaminations par les bactéries secondaires liées au tubercule; ces bactéries sont des organismes concurrents de Ralstonia solanacearum sur le milieu de culture, qui sont susceptibles d’affecter le développement de l’agent pathogène. Certaines souches risquent en outre de se développer insuffisamment dans la mesure où les composants du milieu peuvent également affecter l’organisme cible. Il faut veiller également à différencier Ralstonia solanacearum des autres bactéries susceptibles de se développer sur le milieu de culture. L’étalement sur milieu sélectif peut également servir de test de dépistage unique; toutefois, lorsqu’on obtient un résultat négatif et qu’un effet inhibiteur d’autres bactéries sur la croissance de Ralstonia solanacearum est suspecté, il convient d’effectuer un deuxième test de dépistage. En pareille circonstance, le test d’immunofluorescence est le plus indiqué.

(5)Test ELISA Le test ELISA est généralement moins sensible que le test d’immunofluorescence (seuil de détection de 10 4 10 5 cellules/ml d’extrait final de pomme de terre). Ce test est bon marché et rapide, mais généralement plus sensible au risque de résultats erronés positifs (réactions croisées) ou négatifs (inhibition sous l’effet des molécules phénoliques des extraits de pomme de terre). Les exigences de spécificité d’antisérum sont extrêmement rigoureuses. Le test ELISA ne peut servir de test de dépistage unique.

(6)Test PCR Le test PCR est potentiellement très sensible, bien que le test soit facilement inhibé par des composants de plants ou d’extrait de tubercules aboutissant à un résultat négatif erroné. Certains cultivars de pomme de terre contiennent davantage d’inhibiteurs que d’autres. Il est donc nécessaire de les éliminer. La dilution réduit les inhibitions, mais les populations de Ralstonia solanacearum sont alors également diluées. Il faut procéder avec le plus grand soin à toutes les étapes de la préparation de l’échantillon et du test pour éviter toute contamination susceptible de produire des résultats positifs erronés. Des résultats faussement positifs peuvent survenir à cause d’homologies de séquences avec d’autres organismes. Pour ces raisons, l’utilisation directe du test PCR comme seul test de dépistage n’est pas possible.

(7)Test d’enrichissement en bouillon nutritif L’incubation d’extrait final de pomme de terre dans un milieu nutritif liquide semi-sélectif, tel que le bouillon nutritif modifié SMSA, permet la multiplication de Ralstonia solanacearum et, ce qui est peut-être plus important encore, la dilution des inhibiteurs potentiels des tests ELISA et PCR. Le test d’immunofluorescence, le test ELISA et le test PCR permettent donc de détecter la présence de Ralstonia solanacearum dans un milieu nutritif liquide d’enrichissement. Nous ne conseillons pas de procéder à un étalement direct à partir de milieux nutritifs enrichis. Ces méthodes d’enrichissement n’ont pas été complètement expérimentées et testées; elles sont mentionnées ici en raison des possibilités intéressantes qu’elles offrent. Mais faute d’une expérience suffisante, il n’est pas possible de les utiliser comme seules méthodes de dépistage.

(8)Test biologique Le test biologique est utilisé pour l’isolement de Ralstonia solanacearum à partir des extraits de pommes de terre par enrichissement sélectif dans une plante hôte et peut être effectué sur des plants de tomates ou d’aubergines. Il exige des conditions optimales d’incubation conformes aux spécifications de cette procédure. Les bactéries ayant un effet inhibiteur sur Ralstonia solanacearum en présence d’un milieu nutritif SMSA ne risquent guère de gêner le déroulement de ce test. 2586

(9)Test(

1. s)de confirmation Il est possible d’identifier de manière fiable une culture pure de Ralstonia solanacearum en utilisant au moins l’un des tests énumérés à la section II.4.1, associé à un test de pouvoir pathogène (section II.4.3). La caractérisation de la souche est facultative, mais conseillée en présence d’un cas nouveau. SECTION II DIAGNOSTIC DU FLÉTRISSEMENT BACTÉRIEN SUR LES TUBERCULES DE POMME DE TERRE ET SUR LES PLANTES DE POMME DE TERRE ET DE TOMATE 1. 1.1. 1.2. 2. Symptômes Symptômes sur les pommes de terre Plante de pomme de terre. Le premier stade de l’infection se traduit par un flétrissement des feuilles du haut de la plante à température élevée pendant la journée et un retour à l’aspect normal pendant la nuit. Le flétrissement devient rapidement irréversible et se traduit par la mort de la plante. On peut observer un brunissement du tissu vasculaire des tiges de plantes flétries coupées transversalement, et un exsudat laiteux apparaît à la surface de la coupe ou peut en être extrait facilement en pinçant la tige. Lorsqu’une tige coupée est placée dans l’eau verticalement, des filets de productions bactériennes s’écoulent des faisceaux vasculaires. Tubercule de pomme de terre. Les tubercules de pomme de terre doivent être coupés transversalement, près du talon. Le premier stade d’infection se traduit par une coloration jaune vitreux à brun clair de l’anneau vasculaire, d’où émerge un suintement crémeux pâle, soit spontanément après quelques minutes, soit lorsqu’on applique une légère pression des doigts à proximité de la coupe, sur l’épiderme du tubercule. Par la suite, la décoloration vasculaire devient plus nettement brune et la nécrose s’étend parfois au tissu parenchymateux. Aux stades avancés, l’infection se propage à partir du talon et des yeux, et l’épiderme des tubercules présente alors des lésions brun rougeâtre légèrement concaves; de ces lésions peut suinter un liquide bactérien provoquant l’adhérence des particules de sol. Symptômes sur les tomates Plante de tomate. Le premier symptôme visible est la flaccidité des plus jeunes feuilles. Dans des conditions favorables à l’agent pathogène (température du sol d’environ 25 °C, humidité saturée), l’épinastie et le flétrissement d’un côté de la plante ou de l’ensemble de la plante surviennent en quelques jours et provoquent l’effondrement complet de la plante. Dans des conditions moins favorables (température du sol inférieure à 21 °C), un grand nombre de racines adventices peuvent se développer sur la tige. On peut observer le long de la tige un cordon graisseux qui témoigne de la nécrose du système vasculaire. Lorsque la tige est coupée transversalement, des gouttes d’exsudat bactérien blanc ou jaunâtre s’écoulent du tissu vasculaire brun décoloré de la tige. Tests rapides de dépistage Des tests rapides de dépistage facilitent le diagnostic présomptif. Utilisez un ou plusieurs des tests suivants: Test d’exsudation des tiges La présence de Ralstonia solanacearum dans des tiges de pommes de terre ou de tomates flétries peut être mise en évidence en procédant au test de présomption suivant: Sectionner la tige juste au-dessus du sol. Placer l’extrémité de la tige sectionnée dans un bécher rempli d’eau. Peu de temps après, des filets de productions bactériennes s’écouleront spontanément des faisceaux vasculaires. Aucune autre bactérie responsable de l’infection vasculaire des plants de pommes de terre ou de tomates ne fera apparaître ce phénomène. Mise en évidence des granules de poly-ß-hydroxybutyrate (PHB) La coloration au bleu du Nil A ou au noir du Soudan B permet de visualiser les granules de PHB présents dans les cellules de Ralstonia solanacearum. Préparer sur une lame de microscope un frottis à partir de l’exsudat ou du tissu placé en suspension ou préparer un frottis d’une culture de 48 heures sur gélose avec levure, peptone et glucose (YPGA) ou sur gélose avec peptone (SPA) (appendice 1). Préparer un témoin positif obtenu avec une souche du biovar 2 de la race 3. Laisser sécher. Passer rapidement à plusieurs reprises le côté inférieur de la lame dans une flamme jusqu’à ce que le frottis soit fixé. Test au bleu du Nil 1) Recouvrir le frottis fixé dans une solution aqueuse à 1 % de bleu du Nil A. Incuber 10 minutes à 55 °C. 2) Eliminer la solution colorante. Laver rapidement sous un filet d’eau courante. Enlever l’eau excédentaire avec du papier absorbant. 3) Recouvrir le frottis dans une solution aqueuse d’acide acétique à 8 %. Incuber 1 minute à la température du laboratoire. 4) Laver sous un filet d’eau courante et sécher sur du papier absorbant. 5) Réhumecter en déposant une goutte d’eau. Recouvrir d’une lamelle. 2587 3. 3.1. 3.2. 3.3. 3.4. 3.5. 4. 4.1. Examiner le frottis coloré au microscope à épifluorescence sous un film d’huile de 450 nm, à un grossissement de 1 000. Observer la fluorescence orange vif des granules de PHB. Faire également des observations en lumière normale afin de vérifier le caractère intracellulaire des granules; vérifier que la morphologie des cellules est caractéristique de Ralstonia solanacearum. Test au noir du Soudan 1) Recouvrir le frottis fixé dans une solution de noir du Soudan B à 0,3 % dans de l’éthanol à 70 %. Incuber 10 minutes à la température du laboratoire. 2) Egoutter la solution colorante. Laver rapidement sous un filet d’eau courante. Enlever la quantité d’eau excédentaire au papier absorbant. 3) Plonger rapidement le frottis dans du xylol. Sécher au papier absorbant. Attention, le xylol est un produit dangereux. Travailler sous une hotte de chimiste. 4) Recouvrir le frottis dans une solution aqueuse de safranine à 0,5 % et incuber 10 secondes à la température du laboratoire. Attention, la safranine est un produit dangereux. Opérer sous une hotte de chimiste. 5) Laver sous un filet d’eau courante. Sécher au papier absorbant et recouvrir d’une lamelle. 6) Examiner le frottis coloré au microscope à immersion sous un film d’huile, à un rossissement de 1 000, sous lumière transmise normale. Les granules de PHB présents dans les cellules de Ralstonia solanacearum présentent une coloration bleu noir. Les parois des cellules sont colorées en rose. Autres tests Les autres tests de tri appropriés sont l’immunofluorescence (section III.2), l’ELISA (section III.3) et la PCR (section III.4). Procédure d’isolement Prélever de l’exsudat ou des morceaux de tissu décoloré, soit à partir de l’anneau vasculaire du tubercule, soit à partir des vaisseaux de la tige. Mettre en suspension dans un petit volume d’eau distillée stérile ou dans un tampon au phosphate 50 mM. Laisser reposer 5 à 10 minutes sur la paillasse. Préparer une série de dilutions, par exemple au 1/10 et au 1/100 de la suspension, ou plus si cela est jugé nécessaire. Transférer un volume standard de la suspension et des dilutions sur un milieu de culture général (NA, YPGA et SPA, appendice 1) et/ou sur le milieu tétrazolium de Kelman (appendice 1), et/ou sur le milieu semisélectif SMSA (appendice 7). Etaler à l’aide d’une technique d’étalement en nappe ou à l’anse stérile. Si cela est jugé utile, préparer des boîtes de Petri avec chaque milieu, ensemencé avec une suspension bactérienne virulente appartenant au biovar 2, race 3 de Ralstonia solanacearum, pour témoin positif. Incuber les boîtes pendant 3 jours à 28 °C. L’incubation peut être prolongée jusqu’à 6 jours si la croissance est lente, mais les colonies sur milieu SMSA deviennent atypiques et meurent. Sur milieu nutritif général, les isolats virulents de Ralstonia solanacearum forment des colonies fluides, à bord irrégulier, plates, blanchâtres et présentant fréquemment des verticilles caractéristiques. Sur milieu “tétrazolium de Kelman”, les colonies virulentes typiques de Ralstonia solanacearum sont de couleur crème plates, à bord irrégulier, fluides, avec un centre de couleur rouge sang. Les formes avirulentes de Ralstonia solanacearum donnent des colonies butyreuses, de couleur rouge sombre. Sur milieu nutritif SMSA, les isolats virulents de Ralstonia solanacearum forment des colonies blanc laiteux, plates, fluides, à bord irrégulier et avec un centre rouge à violacé. Les isolats non virulents de Ralstonia solanacearum form Purifier les colonies de morphologie caractéristique par repiquage sur un milieu nutritif de type général. Eviter les repiquages successifs susceptibles de provoquer une perte de virulence. Test(
2. s)de confirmation Identification de Ralstonia solanacearum Identifier des cultures pures de Ralstonia solanacearum en utilisant au moins l’une des procédures suivantes: Tests nutritionnels et enzymatiques Note: inclure les témoins appropriés dans chacun des tests utilisés. Les caractéristiques phénotypiques de Ralstonia solanacearum listées ci-après sont systématiquement présentes ou absentes. Pigment fluorescent Inclusions de granules de PHB + Test du métabolisme oxydatif-fermentatif (O/F) O+/F Catalase + 2588 Oxydase de Kovacs + Réduction des nitrates + ____________________________________________________ Utilisation de citrate + Croissance à 40 °C ____________________________________________________ Croissance dans une solution à 1 % de NaCl + Croissance dans une solution à 2 % de NaCl Arginine dihydrolase Liquéfaction de gélatine Hydrolyse de l’amidon Hydrolyse de l’esculine Production de levane Les milieux et les techniques sont donnés dans Lelliott et Stead

(1987). Test d’immunofluorescence Préparer une suspension de 10 6 cellules/ml au moyen de la culture réalisée et d’une souche témoin positive. Préparer une série de dilutions au demi de l’antisérum. Suivre la procédure du test d’immunofluorescence (section III.2). Le titre obtenu avec la culture en immunofluorescence doit être identique à celui obtenu avec la souche témoin. Test ELISA Préparer une suspension contenant plus de 10 6 cellules/ml de la culture bactérienne et d’une souche témoin positive. Appliquer la procédure du test ELISA (section III.3). Les valeurs obtenues en ELISA avec la culture doivent être équivalentes à celles obtenues avec la souche témoin. Test de PCR Préparer une suspension contenant 10 6 cellules/ml au moyen de la culture bactérienne et d’une souche témoin positive. Appliquer la procédure du test de PCR (section III.4). Le produit PCR de la culture doit avoir la même taille et le même profil de restriction (REA) que ceux obtenus avec la souche témoin positive. Hybridation fluorescente in situ (FISH-Fluorescent in situ hybridisation) Préparer une suspension de 10 6 cellules/ml au moyen de la culture bactérienne et d’une souche témoin positive. Appliquer la procédure du test FISH (van Beuningen et al., 1995), avec l’amorce PCR OLI-1 (Seal et al., 1993). La culture doit présenter une réaction identique à celle de la souche témoin positive. Profil protéique Les protéines totales de la bactérie sont séparées par électrophorèse sur gel de polyacrylamide (PAGE) en conditions dénaturantes (Stead, 1992a). Test de profil des acides gras (FAP, fatty acid profiling) Cultiver la culture bactérienne et celle d’une souche témoin positive pendant 48 heures à 28 °C sur des boîtes gélosées de trypticase soja, puis appliquer la procédure du test FAP (Janse, 1991; Stead, 1992a; Stead, 1992b). Le profil de la culture doit être identique à celui du témoin positif. Dans les conditions spécifiées, les acides gras caractéristiques sont les suivants: 14:0 3OH, 16:0 2OH, 16:1 2OH et 18:1 2OH. 4.2. Caractérisation de la souche La caractérisation de la souche est facultative mais conseillée en présence d’un cas nouveau. Utilisez au moins l’un des tests suivants: Détermination du biovar On distingue différents biovars de Ralstonia solanacearum en fonction de leur aptitude à utiliser et/ou à oxyder trois hexoses alcools et trois sucres (Hayward, 1964 & 1994): Biovar Utilisation de : - maltose - lactose - cellobiose - mannitol - sorbitol - dulcitol 1 2 3 4 5 – – – – – – + + + – – – + + + + + + – – – + + + + + + + – – Des tests supplémentaires différencient le biovar 2 en trois phénotypes secondaires (Hayward, 1994): 2589 Utilisation du tréhalose Utilisation de l’inositol Utilisation du D-ribose Activité pectolytique Biovar 2 Biovar 2-A Biovar 2-T – + – faible + – – faible + + + forte Détermination de la race La race (Buddenhagen et al., 1962) est déterminée sur la base du résultat d’un test de pouvoir pathogène effectué sur des plants de tomates ou d’aubergines et sur des plants de tabac grâce à un test de réaction d’hypersensibilité (HR) sur des feuilles de tabac (Lozano et Sequeira, 1970): Race (*) Réaction sur : - plantes de tomates/aubergines - plantes de tabac - feuilles de tabac 1 2 3 Flétrissement Flétrissement Nécrose (48

1. h)et flétrissement (7-8
2. j)Pas de réaction Pas de réaction Hypersensibilité Flétrissement Pas de réaction Chlorose (*) La race 4 (pathogène du gingembre et de quelques autres hôtes) et la race 5 (pathogène du mûrier seulement) ne sont pas incluses. 4.3. La caractérisation de la race par le test du pouvoir pathogène ou par le test d’hypersensibilité sur tabac peut n’être pas très répétable, aussi la race peut-elle être déduite du biovar et de l’hôte naturel d’origine. La caractérisation de la culture peut être complétée comme suit: Emprunte génomique Les procédés suivants permettent de réaliser une différenciation moléculaire des souches à l’intérieur du complexe Ralstonia solanacearum: Analyse du polymorphisme de longueur de fragments de restriction (RFLP) (Cook et al., 1989) PCR sur des séquences répétitives (rep-PCR) [REP-, ERIC- & BOX-PCR (Louws et al., 1995; Smith et al., 1995)] Test du pouvoir pathogène Ce test est pour la confirmation des diagnostics de Ralstonia solanacearum et pour confirmer la virulence des cultures identifiées en tant que Ralstonia solanacearum. Préparer un inoculum de 10 6 cellules/ml à partir de la culture et d’une souche témoin positive. Inoculer 5 à 10 plantes de tomates ou d’aubergines au stade, de préférence, de la troisième vraie feuille ou plus (section III.6). Incuber pendant une période pouvant atteindre 2 semaines à une température de 22 à 28 °C à raison d’un arrosage quotidien, en maintenant une humidité relative élevée. Observer l’apparition de symptômes de flétrissement et/ou d’épinastie, de chlorose et de rabougrissement. Isolement à partir des plantes symptomatiques, comme suit: - prélever un morceau de tige à 2 cm du point d’inoculation, - réduire et dilacérer dans un petit volume d’eau stérile ou de tampon phosphates 50 mM. Puis étaler sur des boîtes, incuber, et rechercher l’apparition des colonies typiques de Ralstonia solanacearum. SECTION III DÉTECTION ET IDENTIFICATION DE RALSTONIA SOLANACEARUM SUR DES ÉCHANTILLONS DE TUBERCULES DE POMME DE TERRE Note: La taille de l’échantillon standard est de 200 tubercules. Cependant, la procédure peut être appliquée à des échantillons de moins de 200 tubercules. 1. Préparation de l’échantillon pour le test NB: L’extrait concentré de pomme de terre obtenu suivant cette procédure peut servir également à la détection de Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus. Opérations préalables éventuellement utiles: 2590
3. i)incuber l’échantillon à une température de 25 à 30 °C pendant une période pouvant atteindre 2 semaines afin de faciliter la multiplication des faibles populations de Ralstonia solanacearum;
4. ii)laver les tubercules à l’eau courante en utilisant des désinfectants et des détergents appropriés. Sécher les tubercules à l’air. 1.1 Enlever la peau du tubercule au niveau du talon au moyen d’un scalpel ou d’un couteau à légumes propre et désinfecté, de façon à faire apparaître les tissus vasculaires. Découper soigneusement un petit cône de tissu vasculaire (de 3 à 5 mm de diamètre) au niveau du talon de chaque tubercule. Prélever aussi peu que possible de tissu non vasculaire. Procéder ainsi pour chacun des tubercules de l’échantillon. NB: Il est possible à ce stade de procéder à un examen visuel des tubercules (section II.1). Mettre de côté les tubercules présentant des symptômes et les tester à part (section II). 1.2. Rassembler les talons dans un récipient fermé. Il est préférable de traiter immédiatement les talons. Sinon, il est possible de les entreposer pour une période de moins de 24 heures ou de moins de 72 heures, à 4°C. 1.3. Traiter les talons en suivant l’une des procédures ci-dessous:
5. i)Placer les talons dans un récipient approprié: Ajouter un volume suffisant de tampon de macération (appendice 2) de façon à recouvrir les talons. Réduire les talons dans un mixeur de type Waring Blender ou dans un mixeur de type Ultra Thurrax jusqu’à homogénéisation complète. Eviter une homogénéisation excessive. Laisser le macérat reposer pendant 15 à 30 minutes.
6. ii)Placer les talons dans un récipient approprié. Ajouter un volume suffisant de tampon de macération pour couvrir les talons. Placer les cônes sur un agitateur rotatif. Incuber à une vitesse de 50 à 100 tours par minute pendant 4 heures à une température de 20 à 22 °C ou pendant 16 à 24 heures à une température de 4 °C. iii) Placer les talons dans un sac de macération jetable résistant (par exemple sac Stomacher de 105 mm x 150 mm, stérilisé par radiations ionisantes) Broyer les talons soigneusement au moyen d’un outil approprié, par exemple un marteau, jusqu’à homogénéisation juste complète. Ajouter une quantité suffisante de tampon de macération de façon à recouvrir les talons broyés. Laisser le macérat décanter de 15 à 30 minutes. 1.4. Extraire les bactéries des cônes provenant des talons par l’une des méthodes suivantes:
7. i)Transférer doucement le macérat dans un tube de centrifugation en laissant les débris dans le récipient ou dans le sac. Si le macérat décanté reste trouble, le centrifuger à 180 g au maximum pendant 10 minutes, à une température inférieure à 10 °C. Centrifuger le macérat décanté, ou le liquide surnageant issu de la première phase de centrifugation, à une vitesse de 7 000 g pendant 15 minutes ou à 10 000 g pendant 10 minutes à une température inférieure à 10 °C. Jeter le liquide surnageant sans déranger le culot.
8. ii)Filtrer le macérat dans un dispositif filtrant (pores de diamètre 40-100 µm). Accélérer la filtration à l’aide d’une pompe à vide. Recueillir le filtrat dans un tube de centrifugation. Laver le filtre au moyen du tampon de macération. Centrifuger le filtrat à une vitesse de 7 000 g pendant 15 minutes ou à une vitesse de 10 000 g pendant 10 minutes à une température inférieure à 10 °C. Jeter le liquide surnageant sans déranger le culot. 1.5. Remettre en suspension le culot dans un tampon de 1 ml (appendice 2). Le diviser en deux parties égales et placer chacune dans un microtube. Utiliser l’un des microtubes pour effectuer le test. Pendant ce temps, conserver la partie restante de cet extrait à une température de 4°C. Ajouter de 10 à 25% (en volume) de glycérol stérile à l’autre microtube. Vortexer et conserver à une température de -18°C (plusieurs semaines) ou de - 70°C (plusieurs mois). 2. Test d’immunofluorescence Utiliser un antisérum anti-Ralstonia solanacearum de préférence dirigé contre la race 3/biovar 2. Déterminer le titre requis sur une suspension contenant 10 6 cellules/ml de la souche homologue de Ralstonia solanacearum, au moyen d’une dilution appropriée de l’antisérum conjugué à l’isothiocyanate de fluorescéine (FITC), conformément aux recommandations du fabricant. L’antisérum brut devrait avoir un titre d’immunofluorescence d’au moins 1 : 2 000. Utiliser des lames à plusieurs puits pour microscope comportant de préférence 10 fenêtres d’au moins 6 mm de diamètre. 2591 Placer sur chaque lame un témoin conjugué FITC. Il convient de répéter le test avec une préparation témoin PBS en cas d’occurrence de cellules positives sur la préparation témoin conjugué FITC. Préparer des lames témoins positives distinctes avec une suspension contenant 10 6 cellules/ml d’une souche de race/biovar appropriée de Ralstonia solanacearum. Prévoir une lame de ce type pour chaque série de tests. 2.1. Préparer les lames en utilisant l’une des méthodes suivantes:
9. i)Extraits finals contenant relativement peu d’amidon: Déposer à la pipette sur une rangée de fenêtres un volume standard (15 µl est une quantité suffisante pour un diamètre de fenêtre de 6 mm — choisir une quantité plus importante pour les puits de plus grand diamètre) de la suspension d’extrait final. La rangée suivante peut servir de double ou servir à un deuxième échantillon, comme indiqué à la figure 1.
10. ii)Dans le cas des autres extraits: Préparer des dilutions décimales (1/10, 1/100 et 1/1 000) de l’extrait final dans la solution tampon. Déposer à la pipette sur une rangée de fenêtres un volume standard (15 µl est une quantité suffisante pour un diamètre de fenêtre de 6 mm — choisir une quantité plus importante pour les puits de plus grand diamètre) de la suspension d’extrait pur et de chaque dilution. La rangée suivante peut servir de double ou servir à un deuxième échantillon, comme indiqué à la figure 2. 2.2. Laisser sécher les gouttes. Fixer les cellules bactériennes sur la lame en chauffant, en passant à la flamme, ou avec de l’éthanol à 95 °. 2.3. Procédure du test d’immunofluorescence
11. i)Conformément à la méthode de préparation des lames de test indiquée en 2.1.i): Préparer une série de dilutions au demi de l’antisérum dans un tampon d’immunofluorescence (appendice 3): 1/4 du titre (T/4), 1/2 du titre (T/2), titre (T) et deux fois le titre (2T).
12. ii)Conformément à la méthode de préparation des lames de test indiquée en 2.1.ii): Préparer la dilution de travail de l’antisérum dans un tampon d’immunofluorescence. La dilution de travail est la dilution de l’antisérum offrant la spécificité optimale et égale habituellement à la moitié du titre. Figure 1 Préparation de la lame de test conformément aux indications fournies en 2.1.
13. i)et 2.3.
14. i)Dilution standard de l’extrait concentré en suspension (T =Titre) FITC T/4 T/2 T 2T Echantillon 1 1 2 3 4 5 Double de l’échantillon 1 ou échantillon 2 6 7 8 9 10 –> Dilutions doubles de l’antisérum Figure 2 Préparation de la lame de test conformément aux indications fournies en 2.1.
15. ii)et 2.3.
16. ii)FITC Pur Dilution standard de l’antiserum Pur 1/10 1/100 1/1000 –> Echantillon 1 1 2 3 4 5 Double de l’échantillon 1 ou échantillon 2 6 7 8 9 10 2.3.1. 2.3.2. 2.3.3. Dilution décimale de l’extrait en suspension Disposer les lames sur du papier absorbant. Couvrir les puits de lame de test avec des dilutions d’antisérum. Appliquer le tampon PBS sur les puits FITC. La quantité d’antisérum appliquée doit être équivalente à la quantité d’extrait concentré. Incuber sous un couvercle pendant 30 minutes à la température ambiante. Eliminer les gouttelettes d’antisérum et rincer soigneusement les lames dans une solution tampon pour immunofluorescence. Laver 5 minutes dans une solution tampon IF-Tween et après laver 5 minutes dans une solution tampon IF (appendice 3). Eliminer avec soin le tampon excédentaire. 2592 2.3.4. Poser les lames sur du papier absorbant humide. Couvrir les puits correspondant à l’échantillon et ceux du puits témoin FITC avec du conjugué FITC à la dilution utilisée lors du titrage. La quantité de conjugué appliquée aux puits doit être identique à la quantité d’antisérum utilisée. 2.3.5. Laisser incuber 30 minutes sous un couvercle à la température ambiante. 2.3.6. Eliminer les gouttes de conjugué. Rincer et laver comme indiqué ci-dessus (2.3.3). Enlever soigneusement l’humidité excédentaire. 2.3.7. Déposer à la pipette 5 à 10 µl d’un tampon phosphate 0,1 M avec glycérol (appendice 3) ou un support similaire, sur chaque puits; recouvrir d’une lamelle. 2.4. Lecture du test d’immunofluorescence Examiner les lames de test avec un microscope équipé d’une source lumineuse épifluorescente et de filtres adaptés pour travailler avec l’isothiocyanate de fluorescéine, sous huile à un grossissement de 500 à 1 000. Examiner les puits selon deux diamètres perpendiculaires et en suivant le pourtour. Commencer par contrôler la lame témoin positif. Les cellules doivent présenter une fluorescence vive, surtout leur pourtour. Note: Le test doit être recommencé si la coloration n’est pas bonne. Contrôler tout d’abord l’absence de cellules fluorescentes dans les puits témoins FITC. La présence de cellules fluorescentes dans le témoin FITC indique une liaison non spécifique du conjugué ou la présence de cellules autofluorescentes ou de cellules contaminantes. Note: Dans ce cas, le test doit être recommencé. Rechercher la présence de cellules présentant une fluorescence vive, ayant une morphologie caractéristique de Ralstonia solanacearum dans les puits échantillons. L’intensité de fluorescence doit être équivalente à celle de la souche témoin positive pour une dilution d’antisérum identique. Les cellules dont la coloration est incomplète ou dont la fluorescence est faible ne doivent pas être prises en considération à moins qu’elles ne soient particulièrement nombreuses (voir l’interprétation du test IF). Interprétation du test d’immunofluorescence
17. i)Le test d’immunofluorescence est négatif pour tout échantillon ne contenant aucune cellule présentant une fluorescence vive et une morphologie caractéristique.
18. ii)Si l’échantillon contient des cellules avec une fluorescence vive et une morphologie caractéristique, déterminer le nombre moyen de cellules par champ microscopique et calculer le nombre de cellules (N)/ml d’extrait concentré remis en suspension (appendice 4). Une population d’approximativement 10 3 cellules/ml d’extrait concentré remis en suspension est considérée comme étant la limite de détection pour le test IF: - pour des échantillons contenant N > 10 3 cellules/ml, le test d’immunofluorescence est considéré positif, - pour des échantillons contenant N < 10 3 cellules/ml, le test d’immunofluorescence peut être considéré comme positif. iii) Si un grand nombre (N > 10 5 cellules par
19. ml)de cellules incomplètement ou faiblement fluorescentes est observé au titre de l’antisérum, un second test doit être réalisé: - soit un test basé sur un autre principe biologique, - soit un test IF préparé avec un autre antisérum ou avec une dilution au dixième du culot. 3. Test ELISA (d’après Robinson-Smith et al., 1995) Utiliser un antisérum anti-Ralstonia solanacearum dirigé de préférence contre la race 3/biovar 2. Déterminer le titre avec une suspension contenant 10 6 cellules/ml préparée avec la souche homologue de Ralstonia solanacearum. Il est conseillé d’utiliser les plaques de microtitration NUNC-Polysorp. Utiliser comme témoin négatif un extrait de pomme de terre saine et un témoin PBS. Utiliser une suspension contenant plus de 10 6 cellules/ml d’une souche appropriée (race/biovar) de Ralstonia solanacearum à titre de témoin positif. Tester de la même façon que les échantillons, mais en les séparant soigneusement sur la plaque de microtitration. 3.1. Pipetter 100 à 200 µl de l’extrait final et le déposer dans un microtube. Chauffer 4 minutes à 100°C. Plonger le microtube dans la glace. 3.2. Ajouter un volume identique de tampon carbonate concentré 2 fois (appendice 5). Homogénéiser au vortex. 3.3. Déposer des aliquots de 100 µl sur au moins deux puits de la plaque de microtitration. Incuber une heure à 37 °C ou une nuit à 4 °C. 3.4. Eliminer les extraits concentrés des puits. Laver ces derniers à trois reprises. Utiliser PBS-Tween (appendice 5), en laissant la dernière solution de lavage dans les puits pendant au moins 5 minutes. 3.5. Préparer la dilution appropriée d’antisérum anti-Ralstonia solanacearum dans la solution tampon de saturation (appendice 5). Déposer 100 µl de dilution antisérum dans les puits. Incuber 1 heure à 37 °C. 2593 3.6. 3.7. Eliminer l’antisérum contenu dans les puits. Laver les puits comme indiqué ci-dessus (3.4). Préparer la dilution appropriée de l’antisérum conjugué à la phosphatase alcaline dans le tampon de saturation. Déposer 100 µl de la dilution conjuguée dans les puits. Incuber une heure à 37 °C. 3.8. Eliminer le conjugué versé dans les puits. Laver ces derniers comme indiqué ci-dessus (3.4 et 3.6). 3.9. Préparer la solution du substrat de la phosphatase alcaline (appendice 5). Déposer 100 µl dans les puits. Incuber 30 minutes à une heure à l’obscurité, à la température du laboratoire. 3.10. Mesurer l’absorbance à 409 nm. Interprétation du test ELISA Le test ELISA est négatif si la densité optique de l’échantillon est inférieure au double de celle du témoin négatif. Le test ELISA est positif si la densité optique de l’échantillon est supérieure au double de celle du témoin négatif. 4. Test PCR (d’après Seal et al., 1993) Note: Il faut utiliser des cônes de pipettes à filtre pour toutes les étapes de la préparation des échantillons et pour les autres manipulations concernant la PCR. Préparer une suspension de 10 6 cellules/ml de la race 3/biovar 2 de Ralstonia solanacearum à titre de témoin positif. Tester de la même façon que l’échantillon. 4.1. Déposer à la pipette 100 µl de l’extrait concentré en suspension dans un microtube. Il est également possible de déposer 90 µl de l’extrait concentré remis en suspension dans un microtube contenant 10 µl d’une solution à 0,5 M de NaOH. Mélanger en retournant le microtube à plusieurs reprises. 4.2. Chauffer pendant 4 minutes à 100°C. Transférer immédiatement le microtube sur la glace. 4.3. Préparer au moins deux dilutions au dixième (par exemple au 1/10 et au 1/100 ou plus si nécessaire), dans de l’eau distillée stérile ou dans de l’eau ultrapure. 4.4. Préparer le mélange destiné à la PCR (appendice 6) dans un microtube stérile, en ajoutant les composants suivants dans l’ordre indiqué ci-dessous: Pour un volume de réaction de 50 µl Composant Quantité Concentration Finale Eau distillée stérile ou ultra épurée 30,8 µl-33,8 µl 10xTampon PCR 5,0 µl 1x d-ATP 1,0 µl 0,2 mM d-CTP 1,0 µl 0,2 mM d-GTP 1,0 µl 0,2 mM d-TTP 1,0 µl 0,2 mM Amorce OLI 1 (20 µM) 2,5 µl 1 µM Amorce Y-2 (20 µM) 2,5 µl 1 µM Polymérase taq (5U/ µl) 0,2 µl 1,0 U _______________________ Volume total 45 µl -48 µl Pour un nombre plus important de réactions Calculer la quantité de chaque composant nécessaire au nombre requis de réactions. Mélanger les composants et verser de 45 à 48 µl du mélange dans des microtubes stériles de test de PCR. Conserver sur glace les microtubes contenant le mélange réactionnel destiné à la PCR. Pour des volumes de réaction du 25 µl: Réduire proportionnellement les quantités de chaque composant. 4.5. Amplification par PCR 4.5.1. Facultatif! Centrifuger pendant quelques instants les microtubes contenant les échantillons bouillis et le témoin positif. Ajouter dans l’ordre prescrit de 2 à 5 µl des échantillons, du témoin eau et du témoin positif aux différents microtubes contenant le mélange de PCR. Placer les microtubes dans le bloc chauffant du cycleur. 4.5.2. Exécuter le programme suivant: 1 cycle de:
20. i)2 minutes à 96 °C: dénaturation de la matrice 50 cycles de:
21. ii)20 secondes à 94 °C: dénaturation iii) 20 secondes à 68°C: hybridation avec les amorces 2594
22. iv)30 secondes à 72°C: extension de l’ADN complémentaire 1 cycle de:
23. v)10 minutes à 72°C: extension finale 1 cycle de:
24. vi)maintien à 4 °C NB: Ces paramètres correspondent à un appareil Perkin Elmer 9600. D’autres types de cycleur thermique peuvent exiger la présence d’une goutte d’huile minérale dans les microtubes ou une modification de la durée des étapes ii), iii) et
25. iv)du profil d’amplification. 4.5.3. Retirer les microtubes du cycleur thermique. Analyser le produit de la PCR. Si l’analyse n’est pas faite immédiatement, les microtubes doivent être conservés à 4 °C en vue d’une utilisation le jour même ou à – 18°C en vue d’une utilisation ultérieure. 4.6. Analyse du produit de réaction PCR Les produits d’amplification par PCR sont détectés par électrophorèse en gel d’agarose et par coloration au bromure d’éthidium. 4.6.1. Préparer un gel d’agorose approprié en amenant doucement à ébullition l’agorose dans une solution tampon d’électrophorèse tris-acétate. 4.6.2. Refroidir l’agarose fondu à une température de 50 à 60 °C. Verser dans le moule du bloc d’électrophorèse et introduire le peigne. Laisser la solution se solidifier. 4.6.3. Retirer le peigne. Recouvrir le gel de tampon tris-acétate jusqu’à ce qu’il soit à peine recouvert (2-3
26. mm)par la solution tampon. 4.6.4. Déposer des gouttes de 3 µl du tampon de lest sur du parafilm. Ajouter 12 µl du produit de PCR provenant des échantillons, du témoin positif ou du témoin eau et mélanger en aspirant doucement avec l’extrémité de la pipette avant de déposer dans le gel. Les volumes indiqués peuvent être modifiés afin de les ajuster à la capacité des puits du gel d’agarose. 4.6.5. Remplir soigneusement les puits du gel. Introduire pour référence dans l’un des puits au moins un marqueur de poids moléculaire approprié. 4.6.6. Reccorder le générateur et la cuve d’électrophorèse. Mettre le gel sous une tension de 5 à 8 V/cm jusqu’à ce que le front de l’indicateur de suivi se trouve à moins de 1 cm de l’extrémité du gel. 4.6.7. Couper l’alimentation. Débrancher les fils de la cuve d’électrophorèse. Retirer soigneusement le gel. Le tremper pendant 30 à 45 minutes dans une solution de bromure d’éthidium. NB: Il faut toujours porter des gants jetables pour manipuler le bromure d’éthidium qui est un agent mutagène puissant. 4.6.8. Décolorer dans l’eau distillée pendant 10 à 15 minutes. 4.6.9. Visualiser les fragments d’ADN amplifiés sous lumière ultraviolette. Le produit de PCR de Ralstonia solanacearum en présence des amorces OLI-1 et Y-2 à une longueur de 288 bp. Vérifier à nouveau par rapport au marqueur d’ADN et par rapport au témoin positif. NB: Le témoin eau doit être négatif dans tous les cas. Sinon le test est à recommencer. 4.6.10. Photographier le gel si l’obtention d’un enregistrement permanent est nécessaire. 4.6.11. Confirmer l’authenticité du fragment amplifié par analyse de restriction enzymatique (REA — Restriction enzyme analysis). 4.7. Analyse de restriction enzymatique 4.7.1. Transférer 8,5 µl du produit de PCR (4.5.3) dans un autre microtube. Ajouter 1µl d’une solution tampon enzymatique concentré (10 x et 0,5 µl d’enzyme de restriction AvaII. 4.7.2. Mélanger en aspirant doucement avec l’extrémité de la pipette. Si des gouttelettes subsistent sur les parois du microtube, le passer à la centrifugeuse à impulsions. Incuber pendant une heure à 37 °C. 4.7.3. Analyser le fragment de PCR digéré par électrophorèse en gel d’agarose comme indiqué au point 4.6. Interprétation du résultat du test PCR Le test PCR est négatif si le fragment caractéristique de 288 bp n’est pas détecté et si le fragment est détecté pour la souche témoin positive de Ralstonia solanacearum. Le test PCR est positif si le fragment caractéristique de 288 bp est détecté et si l’analyse d’enzyme de restriction du fragment amplifié est identique à celle de la souche témoin positive de Ralstonia solanacearum. 5. Test d’étalement sur milieu sélectif (d’après Elphinstone et al., 1996) 5.1. Effectuer le test en utilisant une technique appropriée d’ensemencement par dilution, par exemple en procédant comme suit:
27. i)Préparer au moins deux dilutions au dixième, par exemple au 1/10 et au 1/100, de l’extrait concentré mis en suspension dans la solution tampon. Déposer à la pipette un volume standard (par exemple, de 2595 50 à 100 µl) de l’extrait concentré mis en suspension et de chacune des dilutions sur un milieu nutritif sélectif SMSA (appendice 7) et étaler sur une boîte, sur toute la surface du support. Si cela est jugé nécessaire, réaliser également un étalement en strie avec une anse platinée de 10 µl. Flamber l’anse entre chaque série de stries.
28. ii)Verser un volume standard (50-100 µl) de l’extrait concentré sur un milieu sélectif nutritif modifié SMSA, puis l’étaler au moyen d’une tige de verre sur toute la surface du milieu nutritif. Ensemencer au moins deux boîtes de milieu SMSA modifié sans flamber la tige entre 2 étalements du même échantillonnage. 5.2. Au moyen de la même technique d’ensemencement par dilution, appliquer une suspension de 10 6 cellules/ml d’une souche de race 3/biovar 2 de Ralstonia solanacearum à titre de témoin positif sur une autre série de boîtes de milieu nutritif SMSA modifié. 5.3. Incuber les boîtes à 28 °C. Commencer le relevé des observations après 3 jours. En cas de résultats négatifs, prolonger l’incubation jusqu’à 6 jours. Les souches virulentes de Ralstonia solanacearum forment des colonies de couleur blanc laiteux, planes, irrégulières et fluides avec des centres rouges à violacés nettement apparents, présentant des stries internes ou des verticilles. 5.4. Purifier les colonies présentant une morphologie caractéristiques en les repiquant sur un milieu nutritif de type général (appendice 1). 5.5. Identifier les cultures pures (section II.4.1) et confirmer la présence de cultures positives au moyen d’un test de pouvoir pathogène (section II.4.3). Interprétation du résultat du test de dilution-étalement Le test de dilution-étalement est négatif si aucune colonie bactérienne n’est apparue au bout de 6 jours, ou si aucune colonie caractéristique de Ralstonia solanacearum n’est isolée, sous réserve qu’aucune colonie d’autres bactéries n’ait été susceptible d’inhiber leur développement et que Ralstonia solanacearum est isolé à partir des témoins positifs. Le test de dilution-étalement est positif si l’on peut isoler des colonies caractéristiques de Ralstonia solanacearum. 6. Test biologique (d’après Janse, 1988) 6.1. Utiliser 10 plantes tests des plantules sensibles de tomates ou d’aubergines, au stade de la troisième vraie feuille. S’abstenir d’arroser les plantes tests durante les 24 heures précédant l’inoculation. 6.2. Répartir 100 µl d’extrait concentré entre les différentes plantes tests. Inoculer dans la tige entre les cotylédons et en plusieurs autres endroits. 6.3. Inoculer par la même technique 10 plantules avec une suspension de 10 6 cellules/ml d’une souche de race 3/biovar 2 de Ralstonia solanacearum à titre de témoin positif et 10 autres avec le tampon de reprise des culots, à titre de témoin négatif. Séparer les plantes du témoin positif des autres plantes pour éviter des contaminations croisées. 6.4. Poursuivre la culture des plantules jusqu’à 4 semaines à une température de 22 à 28 °C et avec un arrosage quotidien et une humidité relative élevée. Séparer les plantes témoins positives des autres plantes, en évitant toute contamination. Observer l’apparition des symptômes du flétrissement: épinastie, chlorose et/ou atrophie. 6.5. Isoler la bactérie à partir des plantules des plantes infectées (section II). Identifier les cultures pures d’après leur morphologie caractéristique (section II.4.1) et confirmer la présence de cultures de Ralstonia solanacearum au moyen d’un test de pouvoir pathogène (section II.4.3). 6.6. Si cela est jugé nécessaire, vérifier l’absence d’infection sur des lots de plantes tests ne présentant aucun symptôme d’infection. Prélever sur chaque plante échantillon, 2 cm au-dessus au point d’inoculation, une section de tige de 1 cm. Homogénéiser les tissus en les plaçant dans une solution tampon de macération. Procéder à un test d’ensemencement par dilution (section III.5.1). Si le test est positif, identifier les cultures d’après leur morphologie caractéristique (section II.4.1) et confirmer la présence de cultures de Ralstonia solanacearum au moyen d’un test de pouvoir pathogène (section II.4.3). Interprétation des résultats du test biologique Le test biologique est négatif si les plantes tests ne sont pas infectées par Ralstonia solanacearum sous réserve que les plantes témoins inoculées soient infectées par Ralstonia solanacearum. Le test biologique est positif si les plantes échantillons sont infectées par Ralstonia solanacearum. 7. Test d’enrichissement (d’après J. G. Elphinstone et al., 1996) 7.1. Verser 100 l d’extrait dans 3 ml de milieu nutritif modifié SMSA (appendice 7). 7.2. Incuber pendant au moins 48 heures sans toutefois dépasser 72 heures à une température de 28°C, sans refermer hermétiquement le bouchon du tube, pour permettre son aération. 7.3. Fermer hermétiquement le bouchon et vortexer. Préparer des aliquots pour les test d’immunofluorescence (cette section 2), le test ELISA (cette section 3) et/ou le test PCR (cette section 4). 2596 8. Test du pouvoir pathogène Voir section II.4.3. Appendice 1 Milieux nutritifs d’isolement et de culture de Ralstonia Solanacearum Gélose nutritive (NA) Gélose nutritive (Difco) 23 g Eau distillée 1 litre Préparer le milieu par volumes d’un demi-litre dans des flacons d’un litre. Dissoudre les ingrédients. Stériliser à l’autoclave à 121 °C pendant 15 minutes. Refroidir à 50 °C. Verser dans les boîtes. Gélose à base de levure-peptoe-glucose (YPGA) Extrait de levure (Difco) 5g Bacto peptone (Difco) 5g D(+)-glucose (monohydraté) 10 g Bacto agar (Difco) 15 g Eau distillée 1 litre Préparer des milieux d’un demi-litre dans des flacons d’un litre. Dissoudre les ingrédients. Stériliser à l’autoclave à 121 °C pendant 15 minutes. Refroidir à 50 °C. Verser dans les boîtes. Gélose à base de saccharose-peptone (SPA) Saccharose 20 g Peptone 5g K2HPO4 0,5 g MgSO4·7H2O 0,25 g Bacto agar (Difco) 15 g Eau distillée 1 litre Préparer des milieux d’un demi-litre dans des flacons d’un litre. Dissoudre les ingrédients. Ajuster le pH à 7,2-7,4, si nécessaire. Stériliser à l’autoclave à 121 °C pendant 15 minutes. Refroidir à 50 °C. Verser dans les boîtes. Milieu tétrazolium de Kelman Acides casaminiques (Difco) 1g Bacto peptone (Difco) 10 g Dextrose 5g Bacto agar (Difco) 15 g Eau distillée 1 litre Préparer des milieux d’un demi-litre dans des flacons d’un litre. Dissoudre les ingrédients. Stériliser à l’autoclave à 121 °C pendant 15 minutes. Refroidir à 50 °C. Ajouter une solution aqueuse de chlorure de triphényltétrazolium (Sigma), stérilisée par filtration, pour obtenir une concentration finale de 50 mg par litre. Verser dans les boîtes. 2597 Appendice 2 Matériel nécessaire à la préparation de l’échantillon Tampon de macération: tampon au phosphate 50 mM à pH 7,0 Ce tampon est utilisé pour la macération des tissus. 4,26 g Na2HPO4 2,72 g KH2PO4 Eau distillée 1 litre Dissoudre les ingrédients et contrôler le pH. Diviser en parties aliquotes, selon les besoins. Stériliser à l’autoclave à 121 °C pendant 15 minutes. L’ajout de 5% de polyvinyl pyrrolidone-40 000 MWT (PVP-40) est recommandé en cas d’application du test de PCR direct pour réduire l’incidence de l’inhibition de l’amplification par les molécules aromatiques de l’extrait. L’ajout d’un défloculant, d’un agent antimousse ou d’un antioxydant est recommandé dans les cas où les procédures d’homologénéisation Waring Blender ou Ultra Turrax sont utilisées pour la macération des cônes de tissu de pommes de terre. Flocons de Lubrol 0,5 g par l DC silicone antimousse 1,0 ml par l Pyrophosphate tétrasodique 1,0 g par l Passer à l’autoclave séparément. Ajouter jusqu’à obtention de la concentration souhaitée. Tampon de reprise du culot: tampon au phosphate 10 mM à pH 7,2 Ce tampon est utilisé pour la resuspension et la dilution des culots de talons de pommes de terre. 2,7 g Na2HPO4·12H2O 0,4 g Na1H2PO4·2H2O Eau distillée 1 litre Dissoudre les ingrédients et contrôler le pH. Diviser en parties aliquotes, selon les besoins. Stériliser à l’autoclave à 121 °C pendant 15 minutes. Appendice 3 Matériel nécessaire au test d’immunofluorescence Tampon IF: PBS 10 mM à pH 7,2 Ce tampon est utilisé pour la dilution des antisérums. 2,7 g Na2HPO4·12H2O 0,4 g NaH2PO4·2H2O NaCl 8,0 g Eau distillée 1 litre Dissoudre les ingrédients et contrôler le pH. Diviser en parties aliquotes, selon les besoins. Stériliser à l’autoclave à 121 °C pendant 15 minutes. Tampon IF-Tween Ce tampon est utilisé pour le lavage des lames. Ajouter 0,1 % de Tween 20 au tampon IF. Glycérine tamponné au phosphate 0,1 M à pH 7,6 Ce tampon est utilisé comme fluide de support sur les puits de la lame IF pour renforcer la fluorescence. 3,2 g Na2HPO4·12H2O 0,15 g NaH2PO4·2H2O Glycérol 50 ml Eau distillée 100 ml Appendice 4 Détermination du degré de contamination lors du test d’immunofluorescence Superficie (S) d’un puits d’une lame multipuits: = πD2 4 où D = diamètre du puits.

(1)2598 Superficie(s) du champ de l’objectif: = πd2 4 où D = diamètre du champ.

(2)Calculer le diamètre du champ (d) par mesure directe ou en appliquant les formules suivantes: s = πi2

(3)G2K2x4 où i = coefficient du champ (dépend du type d’oculaire et varie de 8 à 24), K = coefficient du tube (1 ou 1,25), G = grossissement (100 x, 40 x, etc.) de l’objectif. De

(2), on tire: d= 4s π

(4)De

(3), on tire: d= πi2 4 X ––––––––– G2K2x4 –––––––––––––– = i π GK Compter le nombre de cellules fluorescentes typiques par champ (c ). Compter le nombre de cellules fluorescentes typiques par puits (C) S C=c s Compter le nombre de cellules fluorescentes typiques par millilitre d’extrait concentré (N) 1000 N =C xF y x où y = volume d’extrait concentré sur le puits, F = facteur de dilution de l’extrait concentré. Appendice 5 Matériel nécessaire au test ELISA Tampon carbonate double concentration à pH 9,6 Na2CO3 6,36 g NaHCO3 11,72 g Eau distillée 1 litre Dissoudre les ingrédients et contrôler le pH. Diviser en parties aliquotes, selon les besoins. Stériliser à l’autoclave à 121 °C pendant 15 minutes. Du sulfite de sodium à une concentration finale de 0,2 % peut être ajouté comme antioxydant si l’extrait contient une fraction élevée de molécules aromatiques. 10 x PBS à pH 7,4 NaCl 80 g KH2PO4 2g Na2HPO4·12H2O 29 g KCl 2g Eau distillée 1 litre Dissoudre les ingrédients et contrôler le pH. Diviser en parties aliquotes, selon les besoins. Stériliser à l’autoclave a 121 °C pendant 15 minutes. PBS-Tween (PBS-T) 10 x PBS 10% de Tween 20 100 ml 5 ml 2599 Eau distillée 895 ml Tampon de blocage (anticorps) (doit être fraîchement préparé) 10 x PBS 10 ml Polyvinyl pyrrolidone-44 000 MWT (PVP-44) 2g 10% de Tween 20 0,5 g Poudre de lait 0,5 g Eau distillée jusqu’à 100 ml Solution substrat de phosphatase alcaline à pH 9,8 Diéthanolamine 97 ml Eau distillée 800 ml Mélanger et ajuster le pH à 9,8 avec de l’acide chlorhydrique (HCl). Porter à 1 litre avec de l’eau distillée. Ajouter 0,2 g de Mgcl2. Dissoudre 2 comprimés de substrat de phosphatase de 5 mg (Sigma) par 15 ml de solution. Appendice 6 Matériel nécessaire au test PCR Oligonucléotide amorce Amorce OLI-1 5’-GGGGGTAGCTTGCTACCTGCC-3’ Amorce Y-2 5’-CCCACTGCTGCCTCCCGTAGGAGT-3’ Pour matériel: voir Seal et al.

(1993). Appendice 7 Matériel nécessaire aux tests d’ensemencement sélectif et d’enrichissement Milieu sélectif SMSA (Engelbrecht 1994, modifié par Elphinstone et al., 1996) Milieu de culture Acides casaminiques (Difco) 1g Bacto peptone (Difco) 10 g Glycérol 5 ml Gélose (Difco) 15 g Eau distillée 1 litre Préparer le milieu par volumes d’un demi-litre dans des flacons d’un litre. Dissoudre les ingrédients et contrôler le pH. Si nécessaire, ajuster le pH à 6,5 avant l’autoclavage. Ralstonia solanacearum ne se développera pas bien sur le milieu à pH > 7,0. Stériliser à l’autoclave à 121 °C pendant 15 minutes. Refroidir à 50 °C. Ajouter les ingrédients suivants (tous de Sigma) pour obtenir les concentrations finales spécifiées: Violet cristallisé 5 mg par l Sulfate de polymixine B 100 mg par l (approximativement 600 000 unités) Sigma P-1004 Bacitracine (*) 25 mg par l (approximativement 1 250 unités) Sigma B-0125 Chloramphénicol 5 mg par l Sigma C-3175 Péniciline-G 0,5 mg par l (approximativement 825 unités) Sigma P-3032 Sels de tétrazolium 50 mg par l Dissoudre les ingrédients dans de l’éthanol à 70 % aux concentrations données pour le volume de milieu préparé. Certains ingrédients (polymixine B et chloramphénicol) doivent être légèrement chauffés et agités. Bouillon SMSA (Elphinstone et al., 1996) Effectuer la même préparation que pour le milieu sélectif, mais supprimer la gélose ou les sels de tétrazolium. Répartir dans des tubes Universal de 30 ml à usage unique, à raison de 3 ml par tube. 2600 (*) Si jugée nécessaire, une augmentation de la concentration de bacitracine à 300 ppm peut réduire la contamination par bactéries saprophytes sans réduire la récupération de Ralstonia solanacearum. Références Buddenhagen, I.W.; Sequeira, L. and Kelman, A., 1962, Description of races in Pseudomonas solanacearum.Phytopathology 52, 726 Cook, D.; Elizabeth, B. and Sequeira, L., 1989. Genetic diversity of Pseudomonas solanacearum: detection of restriction fragment length polymorphism with DNA probes that specify virulence and hypersensitive respons. Molecular Plant-Microbe Interactions 2, 113-121. Dinesen, I.G. and DeBoer, S.H., 1995. Extraction of Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus fromcomposite samples of potato tubers. American Potato Journal 72, 133-142. Elphinstone, J.G.; Hennessy, J.; Wilson, J. and Stead, D.E., 1996. Sensitivity of different methods for the detection of Pseudomonas solanacearum (Smith)Smith in potato tuber extracts. EPPO Bulletin 26. Engelbrecht, M.C., 1994. Modification of a semi-selective medium for the isolation and quantification of Pseudomonas solanacearum. ACIAR Bacterial Wilt Newsletter 10, 3-5. Hayward, A.C., 1964. Characteristics of Pseudomonas solanacearum. Journal of Applied Bacteriology 27, 265277.Hayward, A.C., 1994. Systematic and phylogeny of Pseudomonas solanacearum and related bacteria. In: Bacterial Wilt: the disease and its causative agent, Pseudomonas solanacearum (eds. A.C. Hayward an G.L. Hartman) CAB International Oxford, 127-135. Janse, J.D., 1988. A detection method for Pseudomonas solanacearum in symptomless potato tubers and some data on its sensitivity and specificity. EPPO Bulletin 18, 343-351. Janse, J.D., 1991. Infra- and intraspecific classification of Pseudomonas solanacearum strains using whole cell fatty acid analysis. Systematic and Applied Microbiology 14, 335-345. Kelman, A., 1954. The relationship of pathogenicity in Pseudomonas solanacearum to colony appearance on a tetrazolium medium. Phytopathology 64, 293-695. Lelliot, R.A. and Stead, D.E., 1987. Methods for the diagnosis of bacterial diseases of plants. (T.F. Preece ed.) Blackwell Scientific Publications, Oxford. 216 p. Louws, F.J.; Fulbright, D.W.; Stephens, C.T. and De Bruijn, F.J., 1995. Differentiation of genomic structure by repPCR fingerprinting to rapidly classify Xanthomonas campestris pv. vesicatoria. Phytopathology 85, 528-536. Lozano, J.C. and Sequeira, L., 1970. Differentiation of races of Pseudomonas solanacearum by a leaf infiltration technique. Phytopathology 60, 838. Mirza, M.S.; Rademaker, J.W.L.; Janse, J.D. and Akkermans, A.D.L., 1993. Specific 16S ribosomal RNA targeted oligonucleotide probe against Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus. Canadian Journal of Microbiology 39, 1029-1034. Robinson-Smith, A.; Jones, P.; Elphinstone, J.G. and Forde, S.M.D., 1995. Production of antibodies to Pseudomonas solanacearum, the causative agent of bacterial wilt. Food and Agricultural Immunology 7, 67-79. Seal, S.E.; Jackson, L.A.; Young, J.P.W. and Daniels, M.J., 1993. Differentiation of Pseudomonas solanacearum, P. syzygii, P. picketti and the blood disease bacterium by partial 16S rRNA sequencing: construction of oligonucleotide primers for sensitive detection by polymerase chain reaction. Journal of General Microbiology 139, 1587-1594. Smith, J.J.; Offord, L.C.; Holderness, M. and Saddler, G.S., 1995. Genetic diversity of Burkholderia solanacearum (synonym Pseudomonas solanacearum) race 3 in Kenya. Applied and Environmental Microbiology 61, 4262-4268. Stead, D.E., 1992a. Techniques for detecting and identifying plant pathogenic bacteria. In: Techniques for rapid detection of plant pathogens (eds. J.M. Duncan and L. Torrance). Blackwell Scientific Publications, Oxford, 76-111. Stead, D.E., 1992b. Grouping of plant pathogenic and some other Pseudomonas spp. using cellular fatty acid profiles. International Journal of Systematic Bacteriology 42, 281-295. Van Beuningen, A.; Derks, H. and Janse, J.D., 1995. Detection and identification of Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus with special attention to fluorescent in-situ hybridisation (FISH) using a 16S rRNA targeted oligonucleotide probe. Züchtungsforschung 2, 266-269. ANNEXE III 1. Dans tous les cas d’apparition suspectée pour lesquels on a constaté, lors du ou des test(

1. s)de dépistage pratiqué(
2. s)selon la méthode décrite à l’annexe II pour le matériel végétal énuméré ou, dans tous les autres cas, selon toute autre méthode officiellement agréée, une réaction positive à confirmer ou infirmer par cette méthode, il convient de garder et de conserver dans des conditions appropriées: - dans la mesure du possible, le lot, ou une partie de celui-ci (d’où l’échantillon a été prélevé) dans son emballage d’origine avec étiquette, 2601 - dans la mesure du possible, la partie restante des échantillons, tout extrait résiduel et matériel supplémentaire préparé pour le ou les test(
3. s)de dépistage, tels que les lames préparées en vue de tests d’immunofluorescence et - toute documentation pertinente, et ce, jusqu’à l’achèvement de ladite méthode. 2. En cas de confirmation de la présence de l’organisme, il convient de garder et de conserver dans des conditions appropriées: - le matériel visé au point 1, - un échantillon de la tomate contaminée ou un échantillon d’aubergine infecté par l’inoculation d’extrait de tubercule ou de plante, le cas échéant et - la culture isolée de l’organisme, et ce, pendant au moins un mois après la procédure de notification prévue à l’article 5, paragraphe 2. ANNEXE IV Les éléments sur lesquels porte l’enquête visée à l’article 5, paragraphe 1, point
4. a)i), sont les suivants, lorsqu’ils sont pertinents:
5. i)lieux de production: - culture, actuelle ou passée, de pommes de terre qui sont liées par clonage à des pommes de terre déclarées contaminées par l’organisme, - culture, actuelle ou passée, de tomates provenant de la même source que les tomates déclarées contaminées par l’organisme, - culture, actuelle ou passée, de pommes de terre ou de tomates placées sous contrôle officiel en raison de la présence suspectée de l’organisme, - culture, actuelle ou passée, de pommes de terre qui sont liées par clonage à des pommes de terre qui ont été cultivées dans des lieux de production déclarés contaminés par l’organisme, - culture de pommes de terre ou de tomates situées à proximité de lieux de production contaminés, et notamment des lieux de production partageant du matériel et des installations de production soit directement soit par l’intermédiaire d’un entrepreneur commun, - utilisation, pour l’irrigation ou le traitement par pulvérisation, d’eaux superficielles provenant d’une source dont la contamination par l’organisme est confirmée ou suspectée, - utilisation, pour l’irrigation ou le traitement par pulvérisation, d’eaux superficielles provenant d’une source utilisée en commun avec des lieux de production dont la contamination par l’organisme est confirmée ou suspectée, - submersion actuelle ou passée par des eaux superficielles dont la contamination par l’organisme est confirmée ou suspectée et
6. ii)eaux superficielles utilisées pour l’irrigation ou le traitement par pulvérisation d’un ou plusieurs champs ou lieux de production dont la contamination par l’organisme est confirmée ou qui ont submergé ceux-ci. ANNEXE V 1. La détermination de l’étendue de la contamination probable visée à l’article 5, paragraphe 1, point
7. a)iii) et point
8. c)iii), comprend les éléments suivants, lorsqu’ils sont pertinents: - le matériel végétal énuméré cultivé en un lieu de production déclaré contaminé conformément à l’article 5, paragraphe 1, point
9. a)ii), - le(
10. s)lieu(
11. x)de production ayant, dans le système de production, un lien avec le matériel végétal énuméré qui a été déclaré contaminé conformément à l’article 5, paragraphe 1, point
12. a)ii), y compris ceux partageant l’équipement et les installations de production soit directement soit par l’intermédiaire d’un entrepreneur commun, - le matériel végétal énuméré produit dans le(
13. s)lieu(
14. x)de production visé(
15. s)au tiret précédent, ou présent dans ledit (lesdits) lieu(
16. x)pendant la période où le matériel végétal énuméré qui a été déclaré contaminé conformément à l’article 5, paragraphe 1, point
17. a)ii), était présent dans les lieux de production visés au premier tiret, - les entrepôts où le matériel végétal énuméré provenant des lieux de production visés ci-dessus est manipulé, 2602 - tout matériel, véhicule, récipient, entrepôt ou partie de ceux-ci, ainsi que tout autre objet, y compris l’emballage, qui peut avoir été en contact avec le matériel végétal énuméré qui a été déclaré contaminé conformément à l’article 5, paragraphe 1, point
18. a)ii), - tout matériel végétal énuméré entreposé dans des structures ou objets visés au tiret précédent ou en contact avec eux, avant leur nettoyage ou leur désinfection, - à la suite de l’enquête et des essais visés à l’article 5, paragraphe 1, point
19. a)i), dans le cas de la pomme de terre, les tubercules ou les plants ayant un lien de parenté ascendant ou collatéral, par clonage, et, dans le cas de la tomate, une source commune avec le matériel végétal énuméré qui a été déclaré contaminé conformément à l’article 5, paragraphe 1, point
20. a)ii), et pour lequel, bien que les résultats des tests concernant la présence de l’organisme aient été négatifs, il apparaît que la contamination est probable par le biais d’un lien clonal, - le(
21. s)lieu(
22. x)de production du matériel végétal énuméré visé au tiret précédent, - le(
23. s)lieu(
24. x)de production du matériel végétal énuméré utilisant, pour l’irrigation ou le traitement par pulvérisation, de l’eau déclarée contaminée conformément à l’article 5, paragraphe 1, point
25. c)ii), - le matériel végétal énuméré produit dans des champs submergés par des eaux superficielles dont la contamination par l’organisme est confirmée. 2. La détermination de la propagation possible visée à l’article 5, paragraphe 1, point
26. a)
27. iv)et point
28. c)iii), comprend:
29. i)dans les cas visés à l’article 5, paragraphe 1, point
30. a)iv), la prise en considération des éléments suivants: - la proximité d’autres lieux de production où le matériel végétal énuméré est cultivé, - la production et l’utilisation communes des stocks de pommes de terre de semence, - les lieux de production utilisant, pour l’irrigation ou le traitement par pulvérisation de matériel végétal énuméré, des eaux superficielles dans les cas où il existe ou existait un risque d’écoulement d’eaux superficielles à partir des lieux de production déclarés contaminés conformément à l’article 5, paragraphe 1, point
31. a)ii), ou un risque de submersion de ceux-ci;
32. ii)dans les cas où des eaux superficielles ont été déclarées contaminées conformément à l’article 5, paragraphe 1, point
33. c)ii): - le(
34. s)lieu(
35. x)de production produisant du matériel végétal énuméré adjacents aux eaux superficielles déclarées contaminées ou risquant d’être submergés par ces eaux, - tout bassin d’irrigation discrète associé aux eaux superficielles déclarées contaminées. 3. Le détail de la notification visée à l’article 5, paragraphe 2, premier alinéa, comprend: - la date du signalement de l’apparition suspectée, conformément à l’article 4, et les dates du prélèvement d’échantillons et de la confirmation de la présence de l’organisme conformément à l’article 5, selon le cas, - une description des éléments de la contamination déclarée et de la zone délimitée. 4. Le détail de la notification supplémentaire visée à l’article 5, paragraphe 2, deuxième alinéa, comprend: - pour tout envoi ou lot de pommes de terre déclaré contaminé, les certificats prescrits à l’article 8 du règlement du 28 mai 1993, le numéro de passeport ou d’enregistrement des producteurs de pommes de terre, entrepôts collectifs et centres d’expédition, selon le cas, - pour tout envoi ou lot de plants de tomates déclaré contaminé, les certificats prescrits à l’article 8 du règlement du 28 mai 1993 et le numéro de passeport, conformément à la liste de l’annexe V, partie A, chapitre I, point 2.2 du règlement du 28 mai 1993. - la dénomination variétale et la catégorie pour les stocks de pommes de terre de semence et, si possible, dans tous les autres cas, - toutes les autres informations que la Commission pourrait souhaiter en ce qui concerne le foyer déclaré. ANNEXE VI 1. Les dispositions visées à l’article 6, paragraphe 1, sont les suivantes: - incinération ou - utilisation comme aliment destiné aux animaux après un traitement thermique de telle sorte qu’il n’y ait aucun risque de survie de l’organisme ou - enfouissement profond dans un site d’élimination ne présentant aucun risque d’écoulement sur des terres agricoles ou de contact avec des sources d’eau susceptibles d’être utlisées pour l’irrigation de terres agricoles ou - transformation industrielle par livraison directe et immédiate à une entreprise de transformation disposant d’installations d’élimination des déchets officiellement agréées qui sont en conformité avec les dispositions de l’annexe VII ou 2603 - d’autres mesures, pour qu’il soit établi qu’elles ne présentent pas de risque identifiable de propagation de l’organisme; ces mesures sont immédiatement notifiées à la Commission et aux autres Etats membres. 2. L’utilisation ou l’élimination appropriées du matériel végétal énuméré visé à l’article 6, paragraphe 2, sous le contrôle du service ou des Etats membres concernés et moyennant une communication adéquate entre les organismes officiels compétents de manière à garantir ce contrôle à tout moment ainsi que l’agrément de l’organisme officiel compétent de l’Etat membre où les pommes de terre doivent être conditionnées ou transformées quant aux installations d’élimination des déchets visées aux premier et deuxième tirets, comportent:
36. i)pour les tubercules de pommes de terre: - leur utilisation en tant que pommes de terre de conservation destinées à la consommation et leur conditionnement, dans des sites disposant d’installations appropriées d’élimination des déchets, en emballages prévus pour une livraison et une utilisation directes sans réemballage et destinés à une telle livraison et utilisation directes ou - leur utilisation en tant que pommes de terre de conservation destinées à la transformation industrielle après livraison directe et immédiate à une entreprise de transformation disposant d’installations appropriées d’élimination des déchets ou - une autre utilisation ou élimination, pour autant qu’il soit établi qu’il n’y a pas de risque identifiable de propagation de l’organisme et sous réserve de l’agrément du service. Ces mesures sont immédiatement notifiées à la Commission et aux autres Etats membres;
37. ii)pour d’autres parties de plantes comprenant la tige et les débris de feuillage: - leur destruction ou - une autre utilisation ou élimination, pour autant qu’il soit établi qu’il n’y a pas de risque identifiable de propagation de l’organisme; ces mesures sont notifiées à la Commission et aux autres Etats membres. 3. Les méthodes appropriées de décontamination des objets visés à l’article 6, paragraphe 3, sont le nettoyage et, le cas échéant, la désinfection, de telle sorte qu’il n’y ait aucun risque identifiable de propagation de l’organisme; elles sont appliquées sous la surveillance du service. 4. Les diverses mesures à mettre en œuvre par le service dans la zone délimitée établie conformément à l’article 5, paragraphe 1, point
38. a)iv), et point
39. c)iii), auxquelles il est fait référence à l’article 6, paragraphe 4, sont les suivantes: 4.1. Dans les cas où des lieux de production ont été déclarés contaminés conformément à l’article 5, paragraphe 1, point
40. a)ii):
41. a)dans un champ ou une unité de production en culture protégée déclaré(
42. e)contaminé(
43. e)conformément à l’article 5, paragraphe 1, point
44. a)ii), soit:
45. i)pendant au moins les quatre campagnes suivant la contamination déclarée: - des mesures sont prises en vue d’éliminer les plants spontanés de pommes de terre et de tomates et les autres plantes hôtes de l’organisme, y compris les plantes adventices de la famille des solanacées et - ne peuvent être plantés: - ni tubercule ni plant de pommes de terre, - ni plant ni semence de tomates, - en prenant en considération les caractéristiques biologiques de l’organisme: - ni d’autres plantes hôtes, - ni des plantes de l’espèce Brassica pour lesquelles il existe un risque identifié de survie de l’organisme, - ni culture pour laquelle il existe un risque identifié de propagation de l’organisme, - durant la première campagne de récolte des pommes de terre ou des tomates suivant la période indiquée au tiret précédent et à la condition que le champ ait été déclaré exempt de plants spontanés de pommes de terre et de tomates et d’autres plantes hôtes, y compris des plantes adventices de la famille des solanacées, pendant deux campagnes consécutives au moins avant la plantation: - dans le cas des pommes de terre, des pommes de terre de semence officiellement certifiées sont plantées exclusivement en vue de la production de pommes de terre de conservation et - des recherches officielles comportant des essais sont effectuées conformément à l’article 2, paragraphe 1, 2604 - durant la campagne de récolte des pommes de terre ou des tomates suivant celle visée au tiret précédent et après un cycle approprié de rotation, dans le cas des pommes de terre, des pommes de terre de semence officiellement certifiées sont plantées pour la production de semence ou de pommes de terre de conservation et, dans le cas des pommes de terre et des tomates, des recherches officielles sont effectuées conformément à l’article 2, paragraphe 1 soit
46. ii)pendant les cinq campagnes suivant celle de la contamination déclarée: - des mesures sont prises en vue d’éliminer les plants spontanés de pommes de terre et de tomates et les autres plantes hôtes de l’organisme, y compris les plantes adventices de la famille des solanacées - le champ est mis et maintenu, durant les trois premières années, soit en jachère nue, soit en céréales selon le risque identifié soit en pâturage permanent, auquel cas il est fréquemment fauché ras ou mis en pâturage intensif, soit enherbé pour la production de semence, puis pendant les deux années suivantes, planté de plantes non-hôtes de l’organisme pour lesquelles il n’y a pas de risque identifié de survie ou de propagation de l’organisme, - durant la première campagne de récolte de pommes de terre ou de tomates suivant la période visée au tiret précédent: - dans le cas des pommes de terre, des pommes de terre de semence officiellement certifiées sont plantées pour la production de semence ou de pommes de terre de conservation et des recherches officielles comportant des tests sont effectuées conformément à l’article 2, paragraphe 1; et
47. b)dans les autres champs: - au cours de la campagne suivant la contamination déclarée: - aucun tubercule ou plant de pomme de terre ni aucune autre plante hôte de l’organisme n’est planté(e), et des mesures sont prises en vue d’éliminer les plants spontanés de pommes de terre et de tomates ainsi que les autres plantes hôtes, y compris les plantes adventices de la famille des solanacées, selon le cas ou - dans le cas des tubercules de pommes de terre, des pommes de terre de semence officiellement certifiées peuvent être plantées exclusivement en vue de la production de pommes de terre de conservation à condition que les organismes officiels compétents acquièrent la certitude que le risque constitué par les plants spontanés de pommes de terre et de tomates et autres plantes hôtes de l’organisme, y compris les plantes adventices de la famille des solanacées, a été éliminé. La récolte sur pied est inspectée à des moments opportuns, et des plants spontanés de pommes de terre sont soumis à des essais visant à détecter la présence de l’organisme; en outre, dans le cas des pommes de terre, les tubercules récoltés sont inspectés, - pendant la première campagne suivant celle visée au premier tiret: - dans le cas des pommes de terre, seules des pommes de terre de semence officiellement certifiées sont plantées, en vue de la production de pommes de terre de semence ou de conservation, - pendant au moins la deuxième campagne suivant celle visée au premier tiret: - dans le cas des pommes de terre, seules des pommes de terre de semence officiellement certifiées ou des pommes de terre de semence cultivées sous contrôle officiel à partir de pommes de terre de semence officiellement certifiées sont plantées en vue de la production de pommes de terre de semence ou de conservation, - pendant chacune des campagnes visées aux tirets précédents, des mesures sont prises pour éliminer les plants spontanés de pommes de terre et de tomates et les autres plantes hôtes de l’organisme, y compris les plantes adventices de la famille des solanacées, et des recherches officielles telles que prévues à l’article 2, paragraphe 1, sont effectuées; dans les cas où les pommes de terre de semence sont plantées en vue de la production de semence, des tests sont effectués sur les tubercules;
48. c)immédiatement après la déclaration de contamination conformément à l’article 5, paragraphe 1, point
49. a)ii), et pendant chacune des campagnes suivantes jusqu’à, et y compris, la première campagne pour laquelle la récolte de pommes de terre ou de tomates dans le(
50. s)champ(
51. s)déclaré(
52. s)contaminé(
53. s)est autorisée, comme indiqué au point a): - toutes les machines et installations de stockage sur le lieu de production servant à la production des pommes de terre ou des tomates sont nettoyées et, si nécessaire, désinfectées selon des méthodes appropriées au point 3, 2605 - des contrôles officiels des programmes d’irrigation ou de traitement par pulvérisation, y compris l’interdiction de ces programmes sont mis en place en tant que de besoin pour prévenir la propagation de l’organisme;
54. d)dans une unité de production en culture protégée déclarée contaminée conformément à l’article 5, paragraphe 1, point
55. a)ii), permettant le remplacement total du milieu de culture: - aucun tubercule ou plant de pomme de terre ni aucune autre plante hôte de l’organisme, y compris les plants et semences de tomate, n’est planté(e), sauf si ladite unité a été soumise à des mesures sous contrôle officiel visant à l’élimination de l’organisme et de tout matériel végétal hôte, y compris, au moins, le remplacement complet du milieu de culture et du matériel associé ainsi que le nettoyage et, le cas échéant, la désinfection de ladite unité et de tout l’équipement, et si, par la suite, elle a été agréée pour la production de pommes de terre ou de tomates par les organismes officiels compétents et - la production de pommes de terre est issue de pommes de terre de semence officiellement certifiées ou de minitubercules ou de microplantes provenant de sources testées, - des contrôles officiels des programmes d’irrigation et de traitement par pulvérisation, y compris l’interdiction de tels programmes, sont mis en place en tant que de besoin pour prévenir la propagation de l’organisme. 4.2. À l’intérieur de la zone délimitée, sans préjudice des mesures énumérées au point 4.1, le service:
56. a)immédiatement après la contamination déclarée et pendant au moins trois campagnes:
57. aa)dans les cas où la zone délimitée a été déterminée conformément à l’article 5, paragraphe 1, point
58. a)iv): - font surveiller par leurs organismes officiels compétents les installations pratiquant la culture, le stockage et la manutention de tubercules de pommes de terre ou de tomates, ainsi que les locaux des entreprises exploitant sous contrat du matériel utilisé pour la production de pommes de terre ou de tomates, - exigent le nettoyage et, en tant que de besoin, la désinfection du matériel et des entrepôts de ces installations, par les méthodes appropriées visées au point 3, - exigent que seules des semences certifiées ou des semences cultivées sous contrôle officiel soient plantées pour toutes les cultures de pommes de terre dans ladite zone, et que soient soumises à des tests les pommes de terre de semence récoltées sur des lieux de production dont il a été établi qu’ils sont probablement contaminés en vertu de l’article 5, paragraphe 1, point
59. a)iii), - exigent, dans toutes les entreprises de la zone, la manutention séparée des pommes de terre de semence et des pommes de terre de conservation, - procèdent à des recherches officielles conformément à l’article 2, paragraphe 1;
60. ab)dans les cas où des eaux superficielles ont été déclarées contaminées conformément à l’article 5, paragraphe 1, point
61. c)ii), ou incluses parmi les éléments de propagation possible de l’organisme conformément à l’annexe V, point 2: - procèdent à une enquête annuelle à des moments opportuns, y compris au prélèvement d’échantillons d’eaux superficielles et de plantes hôtes appropriées de la famille des solanacées dans les sources appropriées ainsi qu’à des tests effectués: - pour le matériel végétal énuméré, selon la méthode pertinente décrite à l’annexe II ou - dans les autres cas, selon toute autre méthode officiellement agréée, - mettent en place des contrôles officiels des programmes d’irrigation et de traitement par pulvérisation, y compris l’interdiction de l’utilisation de l’eau déclarée contaminée pour l’irrigation et le traitement par pulvérisation du matériel végétal énuméré et, le cas échéant, d’autres plantes hôtes, pour prévenir la propagation de l’organisme; cette interdiction peut être réexaminée sur la base des résultats obtenus au cours de ladite enquête annuelle, - dans les cas où des effluents liquides sont contaminés, mettent en place des contrôles officiels de l’élimination des déchets d’entreprises de transformation industrielle ou de conditionnement traitant du matériel végétal énuméré;
62. b)établissent, en tant que de besoin, un programme de remplacement de tous les stocks de pommes de terre de semence sur une période appropriée. ANNEXE VII Les installations d’élimination des déchets officiellement agréées et visées à l’annexe VI, point 1, quatrième tiret, respectent les dispositions suivantes, de manière à prévenir le risque de propagation de l’organisme: 2606
63. i)les déchets de transformation de pommes de terre et de tomates (y compris les épluchures de pommes de terre ainsi que les pommes de terre et tomates éliminées) et tous autres déchets solides de pommes de terre et de tomates sont éliminés: - par enfouissement profond dans un site d’élimination ne présentant aucun risque d’écoulement sur des terres agricoles ou de contact avec des sources d’eau susceptibles d’être utilisées pour l’irrigation de terres agricoles. Les déchets sont acheminés directement vers le site dans des conditions d’isolement prévenant tout risque de perte des déchets ou - par incinération;
64. ii)effluents liquides de transformation: avant leur élimination, les effluents liquides contenant des solides en suspension sont soumis à un procédé de filtration ou de décantation afin d’éliminer ces solides. Ces derniers sont éliminés ainsi qu’il est précisé au point i). Les effluents liquides sont ensuite: - chauffés à une température minimale de 70 °C pendant au moins 30 minutes, avant leur élimination ou - éliminés d’une autre manière sous réserve d’agrément officiel et sous contrôle officiel, de telle sorte qu’il n’y ait aucun risque de contact des déchets avec des terres agricoles ou des sources d’eau qui pourraient être utilisées pour l’irrigation des terres agricoles; les modalités en sont notifiées aux autres Etats membres ainsi qu’à la Commission. Convention sur le recouvrement des aliments à l’étranger, conclue à New York, le 20 juin 1956. – Communication de l’Australie. Il résulte d’une notification du Secrétaire Général de l’Organisation des Nations Unies que par une communication, reçue le 20 juin 2000, le Gouvernement australien a notfié au Secrétaire Général, conformément à l’article 2, paragraphe 3 de la Convention, que l’autorité suivante a été désignée pour exercer les fonctions d’Autorité expéditrice aussi bien que celles d’Institution intermédiaire, avec effet au 1er juillet 2000: «Child Support Agency GPO Box 9815 Hobart Tasmania 7001 Australia Téléphone: +61 3 6221 0187 Télécopieur: +61 3 6221 0180.» Convention européenne d’extradition, signée à Paris, le 13 décembre 1957. – Déclaration de la Slovaquie. Il résulte d’une notification du Secrétaire Général du Conseil de l’Europe que la Slovaquie a fait la déclaration suivante, consignée dans une lettre de son Représentant Permanent du 3 mai 2000, enregistrée au Secrétariat Général le 4 mai 2000: Article 23. La République slovaque invite les autres Parties contractantes à présenter leurs demandes et pièces annexes lorsqu’elles ne sont rédigées, ni en langue slovaque, ni dans l’une des langues officielles du Conseil de l’Europe, accompagnées d’une traduction dans l’une de ces langues. Convention européenne d’entraide judiciaire en matière pénale, signée à Strasbourg, le 20 avril 1959. – Ratification de l’Albanie. Il résulte d’une notification du Secrétaire Général du Conseil de l’Europe qu’en date du 4 avril 2000 l’Albanie a ratifié la Convention désignée ci-dessus, qui est entrée en vigueur à l’égard de cet Etat le 3 juillet 2000. 2607 Les réserves et déclarations suivantes sont consignées dans l’instrument de ratification: L’exécution des commissions rogatoires aux fins de perquisition ou saisie d’objets est soumise aux conditions stipulées à l’article 5, paragraphe 1, lettres «a» et «c». Conformément à l’article 15, paragraphe 6, l’Albanie déclare qu’une copie de toutes les demandes d’entraide judiciaire qui sont communiquées directement entre les autorités judiciaires, ainsi que les actes les accompagnant, doivent être transmis en même temps au Ministère de la Justice. Conformément à l’article 16, paragraphe 2, l’Albanie déclare que les demandes et pièces annexes doivent être accompagnés d’une traduction dans l’une des langues officielles du Conseil de l’Europe, sauf dans le cas d’accords conclus sur la base de la réciprocité. Le Ministère de la Justice est considéré comme l’autorité judiciaire eu égard à l’article 24 de la Convention. – Protocole No 4 à la Convention de sauvegarde des Droits de l’Homme et des Libertés fondamentales, reconnaissant certains droits et libertés autres que ceux figurant déjà dans la Convention et dans le premier Protocole additionnel à la Convention, ouvert à la signature, à Strasbourg, le 16 septembre 1963, tel qu’amendé par le Protocole No 11. – Protocole No 6 à la Convention de sauvegarde des Droits de l’Homme et des Libertés fondamentales concernant l’abolition de la peine de mort, ouvert à la signature, à Strasbourg, le 28 avril 1983, tel qu’amendé par le Protocole No 11. – Protocole No 7 à la Convention de sauvegarde des Droits de l’Homme et des Libertés fondamentales, ouvert à la signature, à Strasbourg, le 22 novembre 1984, tel qu’amendé par le Protocole No 11. – Ratification de la Géorgie. Il résulte d’une notification du Secrétaire Général du Conseil de l’Europe qu’en date du 13 avril 2000 la Géorgie a ratifié les Actes désignés ci-dessus. Le Protocole No 4 est entré en vigueur à l’égard de cet Etat à la même date, soit le 13 avril 2000. Le Protocole No 6 a pris effet le 1er mai 2000 et le Protocole No 7 est entré en vigueur le 1er juillet 2000 à l’égard de cet Etat. Protocole facultatif se rapportant au Pacte international relatif aux droits civils et politiques, adopté par l’Assemblée Générale des Nations Unies, le 16 décembre 1966. – Adhésion du Lesotho. Il résulte d’une notification du Secrétaire Général de l’Organisation des Nations Unies qu’en date du 6 septembre 2000 le Lesotho a adhéré au Protocole désigné ci-dessus, qui entrera en vigueur à l’égard de cet Etat le 6 décembre 2000. Convention européenne dans le domaine de l’information sur le droit étranger, signée à Londres, le 7 juin 1968. Adhésion de l’Azerbaïdjan. Il résulte d’une notification du Secrétaire Général du Conseil de l’Europe qu’en date du 26 juin 2000 l’Azerbaïdjan a adhéré à la Convention désignée ci-dessus, qui est entrée en vigueur à l’égard de cet Etat le 27 septembre 2000. La déclaration suivante était consignée dans l’instrument d’adhésion: La République d’Azerbaïdjan désigne le Ministère de la Justice (1, Inshaatchilar Avenue, 370073 BAKU) comme organe de réception et de transmission conformément à l’article 2 de la Convention. Convention sur les substances psychotropes, conclue à Vienne, le 21 février 1971. – Adhésion des Maldives. Il résulte d’une notification du Secrétaire Général de l’Organisation des Nations Unies qu’en date du 7 septembre 2000 les Maldives ont adhéré à la Convention désignée ci-dessus, qui entrera en vigueur à l’égard de cet Etat le 6 décembre 2000. 2608 Convention pour la protection du patrimoine mondial, culturel et naturel, faite à Paris, le 23 novembre 1972. – Acceptation de la Namibie. Il résulte d’une notification du Directeur Général de l’Organisation des Nations Unies pour l’éducation, la science et la culture qu’en date du 6 avril 2000 la Namibie a accepté la Convention désignée ci-dessus. Conformément à son article 33, la Convention est entrée en vigueur pour la Namibie le 6 juillet 2000. Accord sur le transfert des corps des personnes décédées, ouvert à la signature, à Strasbourg, le 26 octobre 1973. – Ratification de la France. Il résulte d’une notification du Secértaire Général du Conseil de l’Europe qu’en date du 9 mai 200